Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Литературный обзор 16
1.1 Основные показатели качества дезинфекционных средств 16
1.2 Методы определения содержания действующих веществ в дезинфицирующих и стерилизующих средствах 17
1.2.1 Пероксид водорода и надуксусная кислота 21
1.2.2 Диоксид хлора 24
1.2.3 Альдегиды 29
1.2.4 Четвертичные аммониевые соединения 33
1.2.5 Производные гуанидина 37
1.2.6 N,N-бис(3-аминопропил)додециламин 39
1.3. Методы определения содержания действующих веществ в инсектоакарицидных средствах 41
1.3.1 Фосфорорганические инсектициды 46
1.3.2 Пиретроиды 48
1.3.3 Неоникотиноиды 50
1.4. Методы определения содержания действующих веществ в родентицидных средствах 54
Заключение к литературному обзору 59
Глава 2. Экспериментальная часть 61
2.1 Оборудование 61
2.2 Реактивы и материалы 62
2.3 Обработка данных 63
2.4 Метод определения массовой доли четвертичных аммониевых соединений двухфазным титрованием в щелочной среде с индикатором метиленовым голубым 64
2.4.1 Подготовка пробы к анализу 64
2.4.2 Проведение анализа. 64
2.4.3 Обработка результатов. 64
2.5 Метод определения массовой доли полигексаметиленгуанидин гидрохлорида и полигексаметиленбигуанид гидрохлорида двухфазным титрованием в щелочной среде с индикатором бромфеноловым синим 65
2.5.1 Подготовка пробы к анализу. 65
2.5.2 Приготовление буферного раствора. 65
2.5.3 Проведение анализа. 65
2.5.4 Обработка результатов. 65
2.6 Метод определения N,N-бис(3-аминопропил)додециламина кислотно основным титрованием 66
2.6.1 Проведение анализа. 66
2.6.2 Обработка результатов. 66
2.7 Условия газохроматографического определения перметрина и циперметрина 67
2.7.1 Условия хроматографического анализа 67
2.7.2 Приготовление базовых градуировочных растворов циперметрина и перметрина 68
2.7.3 Определение времени удерживания циперметрина и перметрина 68
2.7.4 Приготовление градуировочных растворов 68
2.7.5 Выполнение анализа 69
2.7.6 Обработка результатов 69
Глава 3. Разработка подходов к одновременному определению поверхностно-активных веществ в дезинфицирующих средствах 70
3.1 Введение 70
3.2 Использование высокоэффективной жидкостной хроматографии для количественного определения ПАВ в дезинфицирующих средствах 71
3.2.1 Подбор условий разделения алкилдиметилбензиламмоний хлорида, алкилдиметил(этилбензил)аммоний хлорида и хлоргексидина биглюконата 72
3.2.2 Определение полигексаметиленбигуанид гидрохлорида методом ВЭЖХ с диодно-матричным детектором 78
3.2.3 Разработка метода определения N,N-бис(3 аминопропил)додециламина в дезинфицирующих средствах 82
3.2.4 Определение дидецилдиметиламмоний хлорида методом ВЭЖХ ДЗА 88
Заключение к главе 3 92
Глава 4. Определение хлоргексидина биглюконата кислотно-основным титрованием в средах вода-ацетон и вода-спирт-метилэтилэтилкетон 94
4.1 Введение 94
4.2 Подбор условий титрования хлоргексидина биглюконата соляной кислотой в водных и водно-спиртовых растворах 95
Заключение к главе 4 96
Глава 5. Количественное определение циперметрина и перметрина в импрегнированных тканях 97
5.1 Введение 97
5.2 Приготовление стандартных образцов тканей, содержащих пиретроиды 98
5.3 Подбор оптимальных условий экстракции циперметрина и перметрина 100
5.3 Расчет метрологических параметров метода 101
5.4 Сравнение предложенного метода с описанными ранее 102
5.5 Заключение к главе 5 103
Глава 6. Разработка метода определения антикоагулянтов крови в родентицидных приманках 104
6.1 Введение 104
6.2 Подбор условий хроматографического анализа 105
6.3 Подбор условий извлечения варфарина, бродифакума, бромадиолона и дифенакума из модельных родентицидных приманок 112
6.3.1 Приготовление модельных приманок 112
6.3.2 Извлечение бродифакума, бромадиолона, варфарина, дифенакума, дифенацина и куматетралила из зерновых приманок и мягких брикетов 112
6.3.3 Извлечение бродифакума, бромадиолона, варфарина, дифенакума, дифенацина и куматетралила из парафиновых брикетов 115
6.4 Оценка пригодности хроматографической системы 116
6.5 Определение метрологических характеристик 117
6.5 Заключение к главе 6 118
Глава 7. Разработка метода определения диоксида хлора в воздухе 120
7.1 Введение 120
7.2 Методы определения диоксида хлора в воздухе 120
7.3 Определение диоксида хлора в воздухе с хлорфеноловым красным 121
Заключение к главе 7 125
Глава 8. Использование ВЭЖХ для определения пероксида водорода в молоке 126
8.1 Введение 126
8.2 Описание предложенного метода 127
8.3 Изучение взаимодействия компонентов молока и трифенилфосфина 128
8.4 Изучение взаимодействия трифенилфосфина и пероксида водорода в молоке 129
8.5 Сравнение предложенного метода определения пероксида водорода в молоке с описанными ранее 130
8.6 Заключение к главе 8 131
Выводы по работе 133
Список литературы 134
Комплект методик 158
Документы, подтверждающие внедрение 191
- Методы определения содержания действующих веществ в дезинфицирующих и стерилизующих средствах
- Методы определения содержания действующих веществ в родентицидных средствах
- Определение дидецилдиметиламмоний хлорида методом ВЭЖХ ДЗА
- Определение диоксида хлора в воздухе с хлорфеноловым красным
Методы определения содержания действующих веществ в дезинфицирующих и стерилизующих средствах
В этом разделе рассмотрены основные действующие вещества, используемые для изготовления дезинфицирующих средств, кожных антисептиков и стерилянтов. При всем многообразии представленных на рынке дезинфицирующих средств, число используемых в них действующих веществ относительно невелико.
В первую очередь, это галогенсодержащие вещества, наибольшее распространение из которых получили источники активного хлора. Следует отметить, что термин «активный хлор» не является строгим химическим термином. Он является интегральным показателем, который характеризует раствор по содержанию хлорсодержащих окислителей в пересчете на Cl2. Поэтому к дезинфицирующим средствам на основе хлора относят, например, гипохлорит натрия, хотя на самом деле действующим веществом в нем является гипохлорит-ион ClO-. Другим источником активного хлора является натриевая соль дихлоризоциануровой кислоты, которая пришла на смену хлораминам. Намного реже в дезинфекции используются другие галогены и их соединения, такие как йод, диоксид хлора и другие.
В последнее время наблюдается устойчивый рост производства дезинфицирующих средств на основе надуксусной кислоты (рисунок 1) [7].
Это обусловлено широким спектром антимикробного действия этих препаратов, низкими концентрациями рабочих растворов, относительно низкой стоимостью и высокой биоразлагаемостью. Классическим способом получения таких дезинфицирующих средств является реакция уксусной кислоты и пероксида водорода, которая может протекать как в присутствии катализатора, так и в его отсутствие. Однако, в начале 2000-х появилась новая группа дезинфектантов, которые представляют собой порошки, содержащие тетраацетилэтилендиамин (TAED), а также источник пероксида водорода, например, перкарбонат натрия или перокосогидрат мочевины. Растворы таких средств имеет щелочную среду, как правило рН 8, поэтому говорить о присутствии в них надуксусной кислоты некорректно [8], однако так принято делать для удобства сравнения различных дезинфицирующих средств. Средства, содержащие надуксусную кислоту, также являются эффективными стерилянтами, но из-за сильного коррозионного действия на конструкционные материалы медицинских изделий их применение ограничено.
Чаще всего для стерилизации применяют дезинфицирующие средства на основе альдегидов – глутарового альдегида, глиоксаля и ортофталевого альдегида. Глутаровый альдегид из них стали применять первым, однако в последнее время все большее распространение получают средства на основе ортофталевого альдегида, поскольку он менее токсичен, а также оказывает меньшее воздействие на обрабатываемые изделия. Для дезинфекции поверхностей в медицинских организациях и на предприятиях пищевой и перерабатывающей промышленности средства на основе альдегидов практически не применяют глутаровый альдегид и глиоксаль достаточно токсичны, а применение ортофталевого альдегида экономически нецелесообразно.
Известно об антимикробных свойствах некоторых низших спиртов, таких как этанол, 2-пропанол и 1-пропанол. Их основная особенность заключается в высокой скорости действия на достаточно широкий спектр микроорганизмов. Из-за отсутствия спорицидной активности спирты не используют для стерилизации, но они получили широкое применение для дезинфекции небольших медицинских изделий, обеззараживания небольших по площади поверхностей и в качестве кожных антисептиков [9, 10]. Для повышения эффективности к спиртам часто добавляют другие действующие вещества, такие как четвертичные аммониевые соединения или хлоргексидин биглюконат [11].
Поверхностно-активные вещества все чаще используют вместо хлорсодержащих препаратов для профилактической дезинфекции. Это связано с тем, что их можно использовать в присутствии пациентов и они, как правило, практически не имеют запаха. Наибольшее распространение из поверхностно активных веществ получили четвертичные аммониевые соединения такие, как алкилдиметилбензиламмоний хлорид и дидецилдиметиламмоний хлорид. Другие встречаются существенно реже. Однако, они не обладают активностью в отношении микобактерий [12], что ограничивает их использование. Для устранения этого недостатка вместе с четвертичными аммониевыми соединениями часто используют N,N-бис(3-аминопропил)додециламин – единственное соединение из группы третичных аминов, нашедшее применение в дезинфекции.
Для увеличения общего количества действующих веществ в средства на основе ПАВ также добавляют производные гуанидина, наибольшее распространение среди которых получили полигексаметиленгуанидин гидрохлорид и полигексаметиленбигуанид гидрохлорид. В таблице 1 приведены структурные формулы наиболее часто встречающихся действующих веществ в дезинфицирующих и стерилизующих средствах, а также в кожных антисептиках.
Ввиду разнообразия классов применяющихся для дезинфекции действующих веществ, для их количественного определения применяются различные методы анализа. Некоторые из них рассматриваются далее.
Методы определения содержания действующих веществ в родентицидных средствах
Известно, что мелкие позвоночные являются переносчиками инфекционных заболеваний [136–138]. Инфекционные болезни вызываются различными патогенами, такими как грибы, вирусы, бактерии, гельминты и т.д. Грызуны являются переносчиками около 60 инфекционных заболеваний, многие из которых представляют серьезную угрозу для здоровья людей [139]. К таким болезням относятся геморрагические лихорадки, болезнь Борна, лихорадка Ласса, гепатит Е, чума, туляремия, сальмонеллез и другие [140]. Кроме того, грызуны нарушают хозяйственную деятельность человека нанося ущерб коммуникациям и продуктам питания.
В качестве действующих веществ (ДВ) в родентицидах используют яды острого действия (фосфид цинка) или хронического действия (антикоагулянты крови) [141, 142]. По химической природе антикоагулянты крови разделяют на производные кумарина и на производные индандиона [143]; по характеру биологического действия выделяют антикоагулянты крови первого и второго поколения. К первому поколению относятся: варфарин (зоокумарин), дифенацин, куматетралил, этилфенацин, трифенацин, хлорфасинон (таблица 4) [144].
Для достижения эффективности приманка, включающая антикоагулянты первого поколения, должна поедаться мышевидными грызунами многократно. К антикоагулянтам второго поколения относятся: дифенакум, бродифакум, дифетиалон, флокумафен, бромадиолон, изоиндан. Обычно содержание ДВ в приманке составляет 0,005 % [145]. Антикоагулянты второго поколения, вызывают гибель грызунов на 3-5 сутки, что быстрее, чем от антикоагулянтов первого поколения [146].
Для определения варфарина с помощью флуориметрии предложена его дериватизация с -циклодекстрином [147]. Для этого раствор варфарина в этаноле упаривают досуха на металлической пластине, затем к нему приливают раствор циклодекстрина, буферный раствор с рН=9,0 и деионизованную воду. Смесь выдерживают под ультразвуком в течение 15 минут. Образующийся комплекс растворяют в этаноле и измеряют интенсивность флуоресценции при возбуждения=310 нм, эмиссии=386 нм. Диапазон линейности метода составляет от 0,2 до 4,0 мкг/мл, относительная ошибка – 3,5%. Использование высокоэффективной жидкостной хроматографии с флуориметрическим детектированием позволяет, кроме варфарина, определять также бромадиолон, бродифакум, кумахлор, кумафурил, куматетраил, дифенакум и флокумафен [148].
Для определения различных производных кумарина в животных тканях использована ВЭЖХ с УФ-детекторм, флуоресцентным детектором, а также ионообменная хроматография [149]. Предложен комплексный подход для анализа остатков антикоагулянтов в животных тканях. Остаточные количества варфарина, куматетралила, дифенакума, бродифакума, бромадиолона, дифацинона и хлорофацинона экстрагировали смесью хлорформ-ацетон (1:1, по объему). Предварительное разделение смеси проводили эксклюзионной хроматографией. Использование диодно-матричного детектора позволило достичь чувствительности 0,1 мг/кг. Использование флуоресцентного детектора возможно для родентицидов на основе кумарина, но не для дифацинона и хлорофацинона. Пределы обнаружения составили около 0,002 мг/кг для большинства родентицидов и 0,01 мг/кг для варфарина.
Позднее был предложен более быстрый метод для одновременного определения пяти родентицидов кумаринового ряда в тканях печени животных с помощью ионообменной хроматографии с флуоресцентным детектированием [150]. Родентициды сначала экстрагировали из гомогенизированных тканей с помощью твердофазной экстракции с этилацетатом. Разделение проводили на колонке IonPac AS11 (250 мм 4,0 мм) с использованием градиента KOH, содержащего 10% ацетонитрила, в качестве органического модификатора, при постоянной скорости потока 1,0 мл/мин Максимум полосы фотолюминесценции наблюдали в области эмиссии=380 нм при возбуждения=270 нм. Коэффициенты извлечения для целевых соединений составили от 81 до 98%. Диапазон измеряемых концентраций от 0,004 до 0,010 мг/кг. Другие методы определения родентицидов в крови и тканях описаны в работах [151-157].
Жидкостная хроматография с диодно-матричным детектором также использовалась для разделения энантиомеров варфарина [158]. Разделение проводили на колонке Pirkle (R,R) Whelk-O1 (25 см 4.6 мм I.D., 5 мкм). Использовалась подвижная фаза, состоящая из метанола/ацетонитрила/воды (50/10/40, по объему) с 0,1% ледяной уксусной кислотой, в изократическом режиме.
Метод определения хлорфацинона в коммерчески выпускаемых родентицидах с помощью обращено-фазовой ионообменной хроматографии предложен в работе [159]. Изучено удерживание хлорфацинона в зависимости от содержания метанола и тетрагидрофурана. Также изучено влияние рН элюента, и отсутствие или присутствие тетраалкиламмония. Предложенный метод использован для определения этого антикоагулянта в кукурузной приманке.
Для повышения чувствительности авторы использовали флуоресцентный детектор. Предел обнаружения бромадиолона составил 0,004 мг, коэффициент извлечения от 86 до 99 %.
Позднее эта же группа авторов использовала схожие условия для извлечения хлорфацинона и дифенацина из парафиновых брикетов [161]. Для приготовления модельных образцов к расплавленному воску прибавляли раствор действующего вещества в этилацетате, затем при 70 С в атмосфере азота удаляли растворитель. Предел обнаружения обоих веществ составил около 20 нг, что было достигнуто за счет использования масс-спектрометрического детектора.
Определение дидецилдиметиламмоний хлорида методом ВЭЖХ ДЗА
Поскольку дидецилдиметиламмоний хлорид не поглощает в видимой и УФ-области спектра, диодно-матричный детектор не может быть использован для его определения. Ранее для этих целей были описаны методы ВЭЖХ-МС и ВЭЖХ-ELSD [166, 167].
Однако, оба эти метода требуют сложного аппаратного оформления. Альтернативой им является использование детектора заряженных аэрозолей.
Детектор заряженных аэрозолей – относительно новый детектор для жидкостной хроматографии. Основным преимуществом этого детектора является его универсальность, с его помощью можно анализировать практически любые крупные молекулы [168].
Принцип работы этого детектора заключается в том, что навстречу потока из колонки, переведённого в состояние мелкодисперсного аэрозоля, движется ток ионизированных молекул газообразного азота, которые передают на аэрозоль вещества свой заряд. На выходе из детектора располагается сверхчувствительный амперметр, который и является непосредственным источником аналитического сигнала (рисунок 21, из материалов фирмы Thermo Fisher Scientific, США).
Поскольку молекулы поверхностно-активных веществ сами по себе достаточно большие, а также склонны к образованию ассоциатов, то для их анализа целесообразно использование детектора заряженных аэрозолей.
Основными мешающими компонентами при определении ДДАХ являются ПГМБ и АДБАХ. Присутствие в пробе ПГМБ в этом случае не оказывает влияния на результат анализа, поскольку это соединение не удерживается на колонке Thermo Acclaim Surfactant. Если при использовании диодно-матричного детектора на хроматограмме наблюдается не менее двух пиков АДБАХ, то при детектировании заряженных аэрозолей разделить гомологи этого продукта не удалось. В тоже время, определению дидецилдиметиламмоний хлорида это не мешает. На рисунке 22 представлен фрагмент хроматограммы смеси дидецилдиметиламмоний хлорида и алкилдиметилбензиламмоний хлорида.
Анализ проводили в режиме градиентного элюирования. В качестве элюентов использовали ацетонитрил CH3CN (Элюент А) и 0,1М ацетатный буфер c pH=5,4. Объем вводимой пробы – 10 мкл. Условия градиентного элюирования приведены в таблице 13.
На рисунке 23 представлена полученная градуировочная зависимость для дидецилдиметиламмоний хлорида.
Определению дидецилдиметиламмоний хлорида не мешают алкилдиметилбензиламмоний хлорид, N,N-бис(3-аминопропил)додециламин, производные гуанидина и другие ПАВ, использующиеся для изготовления дезинфекционных средств.
В то же время было установлено, что чувствительность ДЗА к ДДАХ существенно ниже, чем, например, чувствительность УФ-детектора к АДБАХ. Это, вероятно, связано с относительно небольшой молекулярной массой четвертичных аммониевых соединений. Аналогичные результаты были получены при применении детектора заряженных аэрозолей для количественного определения хлоргексидина биглюконата. На основании этих фактов можно сделать вывод нецелесообразности использования детектора заряженных аэрозолей для анализа ПАВ, поглощающих в видимой или УФ-области.
В таблице 14 приведены рассчитанные метрологические характеристики метода определения ДДАХ в дезинфицирующих средствах.
Определение диоксида хлора в воздухе с хлорфеноловым красным
Водный раствор хлорфенолового красного имеет максимум поглощения при длине волны 574 нм. При взаимодействии с диоксидом хлора интенсивность этого сигнала снижается с ростом концентрации диоксида хлора (рисунок 28). В то же время, появляется полоса в области 450 нм, однако интенсивность этого сигнала не имеет линейной зависимости, поэтому для расчетов использовалась длина волны 574 нм.
Проведенные ранее исследования определения диоксида хлора в воде с хлорфеноловым красным показали, что метод позволяет анализировать растворы с концентрацией диоксида хлора на уровне 0,05-0,4 мг/дм3 [191, 192].
Однако, предложенный в работе [191] метод определения концентрации диоксида хлора в воде имеет предел обнаружения на уровне 0,005 мг/дм3. Это дает возможность определять чрезвычайно низкие концентрации диоксида хлора в воздухе. Из приведенной на рисунке 29 экспериментальной градуировочной зависимости оптической плотности растворов хлорфенолового красного от концентрации диоксида хлора в воздухе следует, что предел обнаружения метода находится на уровне 0,0017 мг/м3, что почти на порядок действующего ОБУВ диоксида хлора в атмосферном воздухе.
Поскольку при использовании дезинфицирующих средств на основе диоксида хлора, вероятность попадания в воздух хлора и других окислителей, достаточно низка, аспирирование воздуха осуществляли только в раствор фосфатного буфера.
Для определения диоксида хлора в воздухе через два последовательно соединенных поглотителя Зайцева, каждый из которых содержал по 7 см3 фосфатного буфера с рН 6.86, со скоростью 2 дм3/мин пропускали 50 дм3 воздуха. После отбора проб в каждый поглотитель прибавляли по 1 см3 водного раствора хлорфенолового красного с концентрацией 310-5 моль/дм3. Сразу после добавления всех реагентов записывали электронный спектр поглощения раствора при 574 нм. Концентрацию диоксида хлора в исследуемом растворе рассчитывали по градуировочному графику.
Для установления количества диоксида хлора, задерживающегося в системе поглотителей, была использована установка, в которой через колбу, содержащую раствор диоксида хлора, и соединенную с системой, состоящей из четырех поглотителей, каждый из которых содержал 7 см3 раствора фосфатного буфера, пропускали азот из баллона со скоростью 2 дм3/мин (рисунок 30). Скорость газа перед поглотителями контролировали с помощью ротаметра. Смесь газов пропускали в течение 25 минут, после чего раствор из каждого поглотителя анализировали по стандартному методу. Присутствие диоксида хлора в третьем или четвертом поглотителе не было обнаружено ни в одном из экспериментов.
Для подтверждения того, что в фосфатном буфере происходит физическое растворение диоксида хлора, и не происходит образование хлорит-ионов, использовали ионообменную хроматографию.
На рисунке 31 представлены хроматограммы стандартного раствора хлорит-иона (2) и смеси фосфатного буфера, раствора диоксида хлора и раствора хлорфенолового красного (1).
Очевидно, что при смешивании растворов диоксида хлора и фосфатного буфера хлорит-ионы не образуются, в то время как соответствующий им сигнал появляется на хроматограмме после добавления хлорфенолового красного.
Расчет метрологических характеристик в этом случае не представляется возможным. Поскольку невозможно получить воздушную смесь с точной концентрацией диоксида хлора. Поэтому метод должен характеризоваться приписной погрешностью 25%.