Электронная библиотека диссертаций и авторефератов России
dslib.net
Библиотека диссертаций
Навигация
Каталог диссертаций России
Англоязычные диссертации
Диссертации бесплатно
Предстоящие защиты
Рецензии на автореферат
Отчисления авторам
Мой кабинет
Заказы: забрать, оплатить
Мой личный счет
Мой профиль
Мой авторский профиль
Подписки на рассылки



расширенный поиск

Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Судакова Надежда Михайловна

Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами
<
Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами
>

Данный автореферат диссертации должен поступить в библиотеки в ближайшее время
Уведомить о поступлении

Диссертация - 480 руб., доставка 10 минут, круглосуточно, без выходных и праздников

Автореферат - 240 руб., доставка 1-3 часа, с 10-19 (Московское время), кроме воскресенья

Судакова Надежда Михайловна. Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами : ил РГБ ОД 61:85-3/280

Содержание к диссертации

Введение

II. Обзор литературы 8

1. Общие свойства холинэстераз 8

2. Макромолекулярные и изоферментные формы АХЭ 9

3. Функциональные центры АХЭ 12

4. Механизм ферментативного катализа АХЭ 14

5. Биосинтез АХЭ 16

6. Медиаторная регуляция биосинтеза белков в нервных 18 клетках

1). Взаимосвязь процессов функциональной активности и синте за РНК и белков 18

2). Влияние медиаторов на синтез РНК и белков в бесклеточных (модельных) системах 22

III. Материалы и методы,. 26

1. Модельная бесклеточная система биосинтеза АХЭ 26

I). Система из мозга 26

2). Система из печени 27

3). Диализуемые цитоплазматические факторы 27

2. Модельная система с исходно ингибированной АХЭ микросом и цитозоля 29

3. Влияние эзерина (in vivo ) на активность АХЭ микросом печени 29

4. Определение активности АХЭ 30

5. Количественное определение белка 32

7. Статистическая обработка экспериментальных данных.. 34

8. Реактивы 35

ІV. Результаты и их обсуждение 36

1. Влияние ацетилхолина и пуромицина на активность АХЭ микросом мозга в бесклеточной системе 36

2. Эффект АХ на фоне ингибиторов синтеза РНК и белков и в безъядерной системе 36

3. Действие цАМФ на активность АХЭ микросом 44

4. Действие цГМФ на активность АХЭ микросом 48

5. Эффекты АХ в бесклеточной системе с необратимо ингибированной АХЭ 55

6. Цитоплазматические факторы, участвующие совместно с АХ и циклическими нуклеотидами в регуляции биосинтеза АХЭ 59

I). Фактор, взаимодействующий с АХ 59

2). Фактор, взаимодействующий с цАМФ 63

3). Фактор, взаимодействующий с цГ'МФ 63

7. Выделение цитоплазматического фактора, взаимодействующего с АХ в биосинтезе АХЭ 69

8. Сравнение действия АХ на биосинтез АХЭ мякросом мозга и печени 73

9. Влияние эзерина in vivo на уровень АХЭ микросом печени 73

V. Заключение 77

VІ. Выводы 83

VII. Цитированная литература 85

Макромолекулярные и изоферментные формы АХЭ

В 1926 г Леви и Навратил (Loewi a. Navratii , 1926) обнаружили в сердце лягушки фермент, обладающий способностью быстро инактивировать ацетилхолин путем расщепления его на холин и уксусную кислоту. Б 1932 г. Стедман и сотрудники (stedman et ai, 1932) открыли аналогичный фермент в сыворотке крови лошади и назвали его "холинэстераза".

Основная функция холинэстераз состоит в гидролитическом разрушении эфиров холина. В "Номенклатуру ферментов" (1979) внесены две холинэстеразы: ацетилгидролаза ацетилхолина (НФ 3.1,1.7) и ацилгидролаза ацилхолинов (НФ 3.1.1.8) или соответственно ацетилхолинэстераза и бутирилхолинэстераза.

АХЭ локализована преимущественно в синаптических образованиях и плазматических мембранах клеток и её роль состоит в инактивации АХ. По мнению Кёлле (коеііе , 1954) основную функциональную нагрузку несет поверхностно локализованный фермент, тогда как внутриклеточный представляет резерв и служит для пополнения запасов наружного. Предполагается также, что и внутриклеточная АХЭ выполняет определенную физиологическую функцию, регулируя уровень АХ в клетке и его накопление в синаптических везикулах.

В мышечных клетках куриного эмбриона примерно одна треть АХЭ локализована на плазматической мембране, большая же часть фермента находится внутри клеток (Rotundo a. Fambroygh ,1980). АХЭ синтезируется внутри мышечных клеток и переносится к плазматической мембране в течение 2-3 час, где накапливается со скоростью 2 - 3% (от исходного уровня) в час. Время полужизни АХЭ плазматической мембраны мышечных клеток составляет около 50 час. Прирост АХЭ в культуре клеток за один час составляет около 20$ от общего связанного с клетками количества фермента, причем большая часть АХЭ секретируется в среду инкубации. Только небольшая часть новосинтезированной АХЭ удерживается на плазматической мембране. Перенос молекул АХЭ из клеток в среду происходит практически без задержки на плазматической мембране. Приведенные примеры свидетельствуют о существовании динамической системы биосинтеза и распределения фермента. Очевидно, функции АХЭ гораздо шире, чем предполагалось ранее; не имеет пока адекватного объяснения значимость освобождаемого во внеклеточное пространство фермента. Не вполне понятным также остается факт преимущественной локализации АХЭ в плазматической и эндоплазматической мембранах нервных клеток, а не в холинергических синапсах (Brzin et al, 1979).

Существует несколько молекулярных форм АХЭ. Например, в развивающейся сетчатке глаза цыпленка обнаружены глобулярные АХЭ и АХЭ, связанные с коллагеном (Ramirez et al ,1981). Глобулярные формы АХЭ представлены мономерами, димерами и тетра-мерами. Коллагеновая форма АХЭ представляет собой три тетра-мера АХЭ, соединенных коллагеновыми филаментами. Коллагеновые СВЯЗКИ чувСТВИТеЛЬНЫ К ДеЙСТВИЮ КОЛЛагенаЗЫ (Allemand et al , 1981). Глобулярные формы АХЭ могут быть полностью экстрагированы из ткани растворами, содержащими соли в высоких концентрациях и детергенты. Для приведения в растворимое состояние коллагеновых форм АХЭ среда гомогенизации должна содержать также ЭДТА . В растворе 1%-ного натрия холевокислого тетрамер-ная глобулярная АХЭ электрического органа Torpedo californica легко диссоциирует на димеры. Денатурация её приводит к образованию субъединиц с молекуля рной массой 80000. Такие субъединицы НЄ МОГУТ бЫТЬ ПОЛучеНЫ ИЗ КОЛЛагеНОВОЙ формы (Viratelle a. Bemhard t 1980). Тем не менее, глобулярная и коллагеновая формы имеют идентичные по молекуля рной массе каталитические субъединицы и одно и то же число оборотов на один активный центр.

Белое вещество мозга свиньи содержит преимущественно глобулярную форму АХЭ, а серое - коллагеновую (G ai et ai f 1981). Причем, АХЭ в белом веществе мозга более прочно связана с мембранами. При центрифугировании в градиенте плотности сахарозы обе формы фермента из белого вещества мозга образуют один пик активности с константой седиментации около I0s(молекулярная масса 260000). В препаратах обеих форм прослеживались фракции АХЭ с молекулярными массами 660000, 180000, 130000, II5000. Очевидно, эти формы представляют переходные состояния при образовании основных олигомерных форм АХЭ.

Вилдмер и сотрудники (wildmer et ai , 1979) изучили влияние различных детергентов на степень агрегации и активность мембранной АХЭ эритроцитов человека. Детергенты приводят к диссоциации агрегированных форм АХЭ и образованию 6,5!3-формы при концентрациях детергента выше критической концентрации мицеллообразования (ККМ). Ферментативная активность 6,5s -формы АХЭ проявляется только в присутствии детергентов, причем для стабилизации активности достаточна концентрация детергента, существенно ниже ККМ. Общие липиды эритроцитарной мембраны также способствуют сохранению активности 6,5s -формы АХЭ. При концентрациях фермента, больших 2,5 мкг/мл, происходит реагрегация с образованием множественных форм. При этом ферментативная активность перестает зависеть от присутствия детергентов, так как белок - белковые взаимодействия оказывают стабилизирующее влияние. Предполагается, что АХЭ проявляет максимальную активность только при наличии гидрофобных взаимодействий с такими амфифильными веществами, как детергенты, липиды или белки.

Из электрического органа Torpedo marmorata выделены различные молекулярные формы АХЭ: 5s ; 6,3s j 8s ; lis ; и I4s (Bon et al ,1980). На различных стадиях эмбрионального развития Torpedo marmorata обнаружены существенные изменения В составе форм фермента (Witzemann a. Whittaker , 1981). Вначале для постсинаптической мембраны характерна I7S -форма; в момент образования функционирующих синапсов появляется также 6s -форма.

Диализуемые цитоплазматические факторы

Очевидно, что эти: функции АХ и НА нужно рассматривать уже не как медиаторные, а как внутриклеточные гормональные. Принципиально новым фактом явилось также обнаружение в цитоплазме нервных клеток термостабильных факторов неферментативной природы, с которыми взаимодействуют как медиаторы, так и циклические нуклеотиды, в процессах их регуляции работы генома.

Таким образом, рассмотренные литературные данные позволяют считать, что регуляторное влияние нейромедиаторов на биосинтез белков включает три эффекта: два опосредованных (изменение соотношения ионов при де- и гиперполяризации и синтез циклических нуклеотидов) и прямое действие.

В настоящей работе исследовано влияние АХ и циклических нуклеотидов на уровень активности АХЭ мембран нервных клеток в модельной системе. Для суждения о зависимости активности фермента мембран от белок-синтетических процессов был использован ингибиторный анализ. Сопоставлено также влияние физиологически активных веществ на биосинтез АХЭ в нервных и печеночных клетках с целью выяснения элементов общности процессов регуляции биосинтеза фермента. Настоящее исследование представлялось необходимым, учитывая недостаточность сведений о регуляции биосинтеза АХЭ при её чрезвычайно важной роли в процессах жизнедеятельности. Предполагалось также, что многосторонний анализ регуляции биосинтеза одного белка может выявить новые аспекты нейромедиаторной регуляции биосинтеза белков.

В настоящей работе за основу была взята модельная бесклеточная система, разработанная ранее при изучении биосинтеза М,К-АТФазы (Н.Р.Елаев, 1980, 1981). Система включала: I) изолированные ядра как аппарат синтеза РНК; 2) микросомно--цитоплазматическую фракцию как аппарат синтеза белков и акцепции фермента; 3) соли /(M sO ; MnS 04; MgC ); глута-тион и четыре рибонуклеозидтрифосфата для создания оптимальных условий работы ядерных РНК-полимераз; 4) эквимолярнуто смесь 20 аминокислот.

I). Система из мозга. Опыты выполнены на белых крысах массой 150 - 200 г. Животных быстро обезглавливали, цельный мозг (исключая мозжечок и каудальную часть продолговатого мозга) гомогенизировали в растворе 2,45 М сахарозы из расчета 7 мл на I мозг. Все процедуры (без специальной оговорки) проводили на холоду. Гомогенат центрифугировали 75 мин при 27000g. Осадок, содержащий ядра (микроскопический контроль - рис. I), ре суспендировали в растворе А: 0,33 М (Ш sQ l 2 »10 М №s04; 5 10"3 М % й2; Ю"3 М глутатион (восстановленный); Ю"3 М АТФ; 3-Ю""4 М ГТФ; 5-Ю"5 М ЦТФ; 5-Ю"5 М УТФ; 5-Ю-2 М трис-НСі, рН 8,0; эквимолярная смесь 20 аминокислот (50 мкг/мл). Ядра ресуспендировали в растворе А из расчета 2,5 мл на один мозг. К аликвотам ядерной суспензии (2,5 мл) добавляли равный объем микросомно-цитоплазматической фракции. Последнюю получали путем центрифугирования гомогената мозга (2,5 - 3,0 мл 0,3 М сахарозы на один мозг) при 8000g в течение 10 мин. Ранее было показано, что мембраны, входящие в состав микросомно-цитоплазматической фракции, полученной таким образом, не содержат митохондрий (Н.Р.Елаев, 1980).

Опытные пробы содержали либо АХ (10 - 10 М), либо цАМФ (Ю 6 М), либо пГМФ (Ю 6 М), либо пуромицин (25.жг/мл). В тех случаях, когда действие АХ изучали на фоне пуромицина (50 мкг/мл), актиномицина Д (50 мкг/мл) или рибонуклеази (100 мкг/мл), все пробы - контрольные и опытные - содержали антибиотик или фермент. При отсутствии в системе ядер их суспензию заменяли равным объемом раствора А. Пробы инкубировали 60 мин при 37С с периодическим перемешиванием, добавляли равный объем 0,3 М сахарозы и центрифугировали 7 мин при 4000g . Надосадочную жидкость отбирали и центрифугировали 75 мин при 27000g . Осадок микросом ресуспендировали в 3 мл (в расчете на один мозг) ОД М la-фосфатного буфера, рН 7,8, содержащего 0,075 М №аС1 и 0,04 М MS&Q» И определяли активность АХЭ.

2). Система из печени. Печень гомогенизировали в 7 объемах 2,45 М сахарозы. Ядра выделяли при тех же условиях, что и из мозга. Микросомно-цитоплазматическую фракцию получали путем центрифугирования гомогената печени (2,5 объема 0,3 М сахарозы) в течение 10 мин при 1200( . Условия инкубации проб и последующего выделения микросом и определения активности АХЭ были те же, что и в случае бесклеточной системы из мозга.

3). Диализуемые цитоплазматические факторы. При изучении вопроса о существовании низкомолекулярных цитоплазматических факторов, участвующих с АХ и циклическими нуклеотидами в регуляции биосинтеза АХЭ микросомно-цитоплазматическую фракцию (см. I.) диализовали в течение 20 час против 20 объемов 0,3 М сахарозы (две смены). Когда преследовали цель возврата этих факторов в модельную систему диализ микросомно-цитоплазмати-ческой фракции проводили против равного объема раствора А и изолированные ядра ресуспендировали в этой среде.

Количественное определение белка

Более низкая активность АХЭ в микросомах, проинкубированных с пуромицином и рибонуклеазо!, по сравнению с контрольными свидетельствует о спонтанном синтезе фермента в использованной нами модельной системе. Новосинтезированный за I час фермент обусловливает 10%-шш прирост холинэстеразной активности макросом. Таким образом, потенциально полное обновление фермента в мембранах в результате спонтанного синтеза может осуществиться за 10 час. В связи с этим следует отметить, что период полужизни АХЭ в модельной системе составляет 10 час (Soreg et al , 1982). В полной бесклеточной системе АХ ускоряет прирост активности фермента в 3 раза. Поскольку действие АХ полностью снимается ингибиторами синтеза РБК и белков (актиномицин Д, пуромицин и рибонуклеаза), то его необходимо интерпретировать в том смысле, что АХ является эффектором биосинтеза АХЭ..Снятие активирующего действия АХ актиномицином Д, а также при изъятии из системы ядер, свидетельствуют о локализации этого эффекта в ядрах. Он может состоять либо в активации АХ синтеза РНК на ДНК генов АХЭ, либо в ускорении посттранскрипционного процессинга этой РНК. Наиболее показательными являются эксперименты с модельной системой, содержащей обработанные ДФФ микросомы и цитозоль. В этом случае относительный" прирост активности АХЭ составляет 140 - 260$. Тот факт, что в этой системе на фоне рибонуклеази не только не проявляется эффект АХ, но и активность фермента много ниже контрольной, однозначно свидетельствует о спонтанном синтезе АХЭ в модельной системе и ускорении этого синтеза ацетилхолином.

В безъядерной модельной системе АХ снижает активность АХЭ микросом и этот эффект снимается пуромицином и рибонуклеазой. Последнее позволяет заключить об участии АХ в регуляции сборки белковых единиц АХЭ в цитоплазме в качестве ингибитора. Следовательно, ацетилхолиновый контроль биосинтеза АХЭ можно представить как систему регуляции с обратными связями: активация на ядерном уровне и ингибирование - на цито-плазматическом. Поскольку в полной модельной системе проявляется активирующее действие АХ, то первое влияние нужно считать основным, а второе - корректирующим, поддерживающим количество фермента в мембранах на каком-то определенном уровне.

Проведенный анализ влияния циклических нуклеотидов в той же модельной системе дает основание полагать, что регуля-торное действие АХ на биосинтез АХЭ в микросомах не опосредуется ни цГМФ, ни цАМФ. Циклические нуклеотиды участвуют в регуляции биосинтеза АХЭ иным способом. цАМФ подавляет экспрессию генов АХЭ на ядерном уровне и активирует на цитоплаз-матическом. Следовательно, регуляторное влияние цАМФ на биосинтез АХЭ макросом представляет так же, как и в случае АХ, систему с обратными связями. Ингибиторное действие цАМФ в полной модельной системе свидетельствует о том, что первое влияние является основным, а второе корректирующим. цГМФ оказывает ингибиторное действие как на ядерном, так и на цито-плазматическом уровне.

В настоящей работе показано, что в цитоплазме нервных клеток присутствуют низкомолекулярные факторы, участвующие совместно с АХ, цАМФ и цГМФ в регуляции биосинтеза АХЭ на ядерном уровне. В цитоплазме АХ, цАМФ и цГМФ регулируют биосинтез АХЭ без участия указанных факторов. Регуляторный фактор к АХ удалось выделить. Изучение его химической природы составляет предмет дальнейшей работы.

Если попытаться экстраполировать результаты, полученные в модельной системе, на цельную клетку, то можно представить систему регуляции биосинтеза АХЭ микросом нервных клеток АХ, цАМФ и цГМФ следующим образом: I). АХ (+ цитоплазматический фактор) - активатор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 2). АХ - ингибитор трансляции; 3). цАМФ (+ цитоплазматический фактор) - ингибитор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 4). цАМФ - активатор трансляции; 5). цГМФ (+ цитоплазматический фактор) - ингибитор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 6). цГМФ - ингибитор трансляции. В основу же всей системы регуляции биосинтеза АХЭ в нервных клетках должно быть положено влияние АХ (в комплексе с цитоплазматический фактором) на ядерный уровень экспрессии генов АХЭ, так как только АХ является активатором на этом уровне. Все другие влияния нужно рассматривать, очевидно, как корректирующие звенья, не позволяющие уровню фермента в клетке выйти за определенные функционально обусловленные рамки. На рис.6 сделана попытка схематизировать систему регуляции биосинтеза АХЭ нервных клеток АХ и циклическими нуклеотидами. Регуляторное влияние на экспрессию гена АХЭ может оказывать как внутриклеточный АХ, содержание которого изменяется в зависимости от функционального состояния, так и, возможно, поступающий в клетки из синапсов. В этом отношении в настоящее время известно, что нейроны в принципе способны к активному (против градиента концентрации) транспорту ацетилхолина (Schuberth a.Sundwall f 1968; Polak f 1969; Неі1ЬгоппД970).

Эффект АХ на фоне ингибиторов синтеза РНК и белков и в безъядерной системе

Более низкая активность АХЭ в микросомах, проинкубированных с пуромицином и рибонуклеазо!, по сравнению с контрольными свидетельствует о спонтанном синтезе фермента в использованной нами модельной системе. Новосинтезированный за I час фермент обусловливает 10%-шш прирост холинэстеразной активности макросом. Таким образом, потенциально полное обновление фермента в мембранах в результате спонтанного синтеза может осуществиться за 10 час. В связи с этим следует отметить, что период полужизни АХЭ в модельной системе составляет 10 час (Soreg et al , 1982). В полной бесклеточной системе АХ ускоряет прирост активности фермента в 3 раза. Поскольку действие АХ полностью снимается ингибиторами синтеза РБК и белков (актиномицин Д, пуромицин и рибонуклеаза), то его необходимо интерпретировать в том смысле, что АХ является эффектором биосинтеза АХЭ..Снятие активирующего действия АХ актиномицином Д, а также при изъятии из системы ядер, свидетельствуют о локализации этого эффекта в ядрах. Он может состоять либо в активации АХ синтеза РНК на ДНК генов АХЭ, либо в ускорении посттранскрипционного процессинга этой РНК. Наиболее показательными являются эксперименты с модельной системой, содержащей обработанные ДФФ микросомы и цитозоль. В этом случае относительный" прирост активности АХЭ составляет 140 - 260$. Тот факт, что в этой системе на фоне рибонуклеази не только не проявляется эффект АХ, но и активность фермента много ниже контрольной, однозначно свидетельствует о спонтанном синтезе АХЭ в модельной системе и ускорении этого синтеза ацетилхолином.

В безъядерной модельной системе АХ снижает активность АХЭ микросом и этот эффект снимается пуромицином и рибонуклеазой. Последнее позволяет заключить об участии АХ в регу- ! ляции сборки белковых единиц АХЭ в цитоплазме в качестве ингибитора. Следовательно, ацетилхолиновый контроль биосинтеза АХЭ можно представить как систему регуляции с обратными связями: активация на ядерном уровне и ингибирование - на цито-плазматическом. Поскольку в полной модельной системе проявляется активирующее действие АХ, то первое влияние нужно считать основным, а второе - корректирующим, поддерживающим количество фермента в мембранах на каком-то определенном уровне.

Проведенный анализ влияния циклических нуклеотидов в той же модельной системе дает основание полагать, что регуля-торное действие АХ на биосинтез АХЭ в микросомах не опосредуется ни цГМФ, ни цАМФ. Циклические нуклеотиды участвуют в регуляции биосинтеза АХЭ иным способом. цАМФ подавляет экспрессию генов АХЭ на ядерном уровне и активирует на цитоплаз-матическом. Следовательно, регуляторное влияние цАМФ на биосинтез АХЭ макросом представляет так же, как и в случае АХ, систему с обратными связями. Ингибиторное действие цАМФ в полной модельной системе свидетельствует о том, что первое влияние является основным, а второе корректирующим. цГМФ оказывает ингибиторное действие как на ядерном, так и на цито-плазматическом уровне.

В настоящей работе показано, что в цитоплазме нервных клеток присутствуют низкомолекулярные факторы, участвующие совместно с АХ, цАМФ и цГМФ в регуляции биосинтеза АХЭ на ядерном уровне. В цитоплазме АХ, цАМФ и цГМФ регулируют биосинтез АХЭ без участия указанных факторов. Регуляторный фактор к АХ удалось выделить. Изучение его химической природы составляет предмет дальнейшей работы. Если попытаться экстраполировать результаты, полученные в модельной системе, на цельную клетку, то можно представить систему регуляции биосинтеза АХЭ микросом нервных клеток АХ, цАМФ и цГМФ следующим образом: I). АХ (+ цитоплазматический фактор) - активатор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 2). АХ - ингибитор трансляции; 3). цАМФ (+ цитоплазматический фактор) - ингибитор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 4). цАМФ - активатор трансляции; 5). цГМФ (+ цитоплазматический фактор) - ингибитор транскрипции (или посттранскрипционного процессинга); 6). цГМФ - ингибитор трансляции. В основу же всей системы регуляции биосинтеза АХЭ в нервных клетках должно быть положено влияние АХ (в комплексе с цитоплазматический фактором) на ядерный уровень экспрессии генов АХЭ, так как только АХ является активатором на этом уровне. Все другие влияния нужно рассматривать, очевидно, как корректирующие звенья, не позволяющие уровню фермента в клетке выйти за определенные функционально обусловленные рамки. На рис.6 сделана попытка схематизировать систему регуляции биосинтеза АХЭ нервных клеток АХ и циклическими нуклеотидами. Регуляторное влияние на экспрессию гена АХЭ может оказывать как внутриклеточный АХ, содержание которого изменяется в зависимости от функционального состояния, так и, возможно, поступающий в клетки из синапсов. В этом отношении в настоящее время известно, что нейроны в принципе способны к активному (против градиента концентрации) транспорту ацетилхолина (Schuberth a.Sundwall f 1968; Polak f 1969; Неі1ЬгоппД970) Образуется в результате взаимодействия АХ с холиноре-цепторами, а цАМФ образуется при освобождении катехоламинов, которое может индуцироваться в результате возбуждения ацетил-холином вставочных тормозных катехоламинергических нейронов. Обнаруженный Н.Г.Алексидзе и М.В.Балавадзе (1977) факт активирующего действия цАМЗ? на биосинтез АХЭ in vivo нужно рассматривать как одно из звеньев предлагаемой нами системы регуляции биосинтеза фермента.

Похожие диссертации на Регуляция биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом ацетилхолином и циклическими нуклеотидами