Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Проблема профилактики госпитальной инфекции в современных клиниках хирургического профиля (обзор литературы) 13
1.1. Распространенность, причины и структура внутрибольничных инфекций в многопрофильных хирургических стационарах 13
1.2. Этиологическая структура (возбудители) послеоперационных гнойных осложнений в современных хирургических клиниках 23
1.3. Антибиотикорезистентность, антисептикорезистентность, устойчивость к дезинфектантам основных возбудителей ВБИ 29
1.4. Профилактика внутрибольничных инфекций 35
Глава 2. Объем, материалы и методы исследований 47
2.1. Объем исследований 47
2.2. Методы исследований 49
Глава 3. Эпидемиологический анализ заболеваемости ВБИ в многопрофильной хирургической клинике 64
3.1. Ретроспективный анализ заболеваемости ГСИ у хирургических больных 64
3.2. Этиологическая структура ГСИ у хирургических больных 69
3.3. Микробиологические исследования объектов внешней среды 80
3.4. Эпидемиологическая роль медицинского персонала при ВБИ и реализация микробиологического мониторинга 95
Глава 4. Микробиологический мониторинг в системе эпидемиологического надзора за ВБИ . 110
Глава 5. Влияние анавидина на микробный пейзаж в условиях rocпитализма
5.1. Определение оптимальных параметров применения анавидина, как дезинфектанта. 116
5.2. Изучение чувствительности - устойчивости госпитальных штаммов микроорганизмов к анавидину. 120
5.3. Изменение микробного пейзажа в различных помещениях ГСЦ при применении анавидина, как дезинфектанта .122
5.4. Определение пролонгированности действия анавидина на объекты внешней среды. 128
5.5. Особенности применения анавидина для холодной стерилизации наркозной и эндоскопической аппаратуры. 130
Заключение 137
Выводы 147
Практические рекомендации 148
Список литературы 150
- Этиологическая структура (возбудители) послеоперационных гнойных осложнений в современных хирургических клиниках
- Антибиотикорезистентность, антисептикорезистентность, устойчивость к дезинфектантам основных возбудителей ВБИ
- Эпидемиологическая роль медицинского персонала при ВБИ и реализация микробиологического мониторинга
- Изменение микробного пейзажа в различных помещениях ГСЦ при применении анавидина, как дезинфектанта
Введение к работе
Проблема профилактики и лечения хирургических инфекционных заболеваний остается одной из самых актуальных в стационарах всего мира. Заболеваемость госпитальными инфекциями колеблется от 5 до 20% (Григорьев Е.Г., 2003; Владимиров Н.И., 2003; Ерюхин И.А., 2003; Страчунский JI.C., 2002; Козлов P.C., 2000; Mangram A.J. 2003; Wenzel R.P., 1997). Российская Федерация в этом отношении не является исключением. По расчетным данным уровень заболеваемости этой инфекцией предположительно составляет 2,5 млн. случаев в год. (Покровский В.И. 2000; Семина H.A., 2000; Шевченко Ю.Л., 1998; Аким- кин В.Г., 1998; Владимиров Н.И., 2003). От инфекционных осложнений умирает от 35 до 60% пациентов (Bennet S.N.,1995; Wenzel R.P., 1997; Simonsen 1. 1998; Gastmeier Р., 1998; Козлов P.C., 2000; Григорьев Е.Г., 2003; Владимиров Н.И., 2003).
С проблемами внутрибольничных инфекций (ВБИ)сталкиваются врачи самых различных специальностей. Основную массу - около 80% среди всех форм ВБИ - составляют инфекции мочевыводящих путей; внутрибольничные в т.ч. вентилятор-ассоциированные пневмонии; ангиогенные катетер- ассоциированные инфекции, послеоперационные раневые инфекции, а также интраабдоминальные ВБИ. Как правило, наибольшая летальность наблюдается среди пациентов с внутрибольничными пневмониями (до 50%) и ангиогенной катетер-ассоциированной инфекцией (10-20%). Наиболее драматичны проявления ВБИ в отделениях реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ), где они регистрируются в 25-30%) случаев.
К причинам роста ВБИ за последнее десятилетие в стационарах хирургического профиля следует отнести степень агрессии и инвазии лечебно- диагностического процесса, не всегда эффективную антимикробную защиту внедряемых новых медицинских технологий, особенно, нерациональное применение антибиотиков, проблемы стерилизации некоторых видов медицинской аппаратуры. Характерной особенностью ВБИ является многообразие источников и факторов ее передачи. Примерно половина всех ВБИ связана с проведением инвазивных лечебных и диагностических процедур. В большинстве случаев (более 90%) ВБИ имеют бактериальное происхождение. Микробиологические исследования последних лет показали, что пул микроорганизмов, вегетирую- щих в хирургических стационарах, весьма обширен, антибиотикорезистентен, доминирует ассоциативная микрофлора, возникают возбудители, ранее не проявлявшие активного участия в развитии послеоперационных гнойно- некротических процессов, возросла роль условно-патогенной микрофлоры и анаэробов. Доминирующими во всех странах мира «проблемными» внутри- больничными возбудителями являются: пан-резистентные грамотрицательные палочки (синегнойная палочка, клебсиелла, ацинетобактер, энтеробактер, сер- рация, и др.), пенициллин- и метициллин-резистентные стафилококки (MRSA, MRSE), ванкомицин-резистентные энтерококки и стафилококки, Clostridium difficile и грибы рода Candida.
Успехи в синтезе все новых и новых антибиотиков не решили, к сожалению, проблемы лечения гнойных инфекций. Более того, их широкое применение привело к появлению и распространению высоковирулентных множествен- норезистентных вариантов бактерий. Примерно 50% всех нозокомиальных инфекций в настоящее время вызывается резистентными к антимикробным препаратам микроорганизмами.
Изложенное выше, дает общее представление о сложных процессах развития госпитальных инфекций в современных клиниках хирургического профиля. Совершенно очевидно, что санитарный уровень стационаров, особенно хирургического профиля, нуждается в реализации всех классических принципов его обеспечения, основным среди которых следует признать профилактику.
При этом доля ВБИ, развитие которых можно предотвратить путем проведения мероприятий инфекционного контроля, может превышать 40%. Эффективное планирование комплекса профилактических мероприятий возможно только на основе всеобъемлющих микробиологических данных с выявлением проблемных отделений, факторов и групп риска. Необходимо иметь сведения о механизме развития эпидемиологического процесса, структуре возбудителей, исследовать их резистентность и преимущественные пути распространения.
Одной из сторон профилактической борьбы с ВБИ является выполнение классических правил асептики и антисептики, соблюдение правил санитарно- гигиенических и противоэпидемических мероприятий. Недостаточное соблюдение правил асептики во время инвазивных манипуляций приводит к возникновению вспышек ВБИ. В современной хирургии для профилактики инфекционных осложнений инвазивных процедур применяются химические средства.
До настоящего времени заболеваемость и профилактика ВБИ остаются нерешенными до конца проблемами в многопрофильных хирургических клиниках.
Все вышеприведенные доводы и предопределили наш интерес к данному вопросу. Возникла необходимость проведения комплексных исследований в ГУЗ ИОКБ и гнойно-септическом центре (ГСЦ) по изучению механизмов развития эпидемического процесса, по выявлению основных возбудителей ВБИ в клиническом материале; контаминации ими объектов внешней среды, эндоскопического и наркозного оборудования, кожи рук и носоглотки медицинского персонала в ГСЦ, определению у выделенных микроорганизмов биологических свойств и резистентности. А также оценить эффективность применения анави- дина в качестве антисептика и дезинфектанта для профилактики ВБИ.
Цель исследования:
Разработать и обосновать для многопрофильного хирургического стационара систему мониторинга ВБИ с учетом их эпидемиологических особенностей и биологической активности возбудителей гнойных процессов.
Задачи исследования:
Провести эпидемиологический анализ заболеваемости ВБИ в многопрофильном хирургическом стационаре.
Изучить уровень и качественный состав бактериальной контаминации объектов окружающей среды в хирургическом стационаре.
Дать эпидемиологическую оценку роли медицинского персонала, как потенциального носителя госпитального инфекта.
Охарактеризовать этиологическую структуру возбудителей гнойно- септических инфекций и оценить их биологическую активность.
В экспериментальных условиях оценить эффективность использования водного раствора анавидина для обработки объектов внешней среды и эндоскопического оборудования в условиях ГСЦ. Разработать и предложить в практическое здравоохранение методику применения анавидина.
Разработать алгоритм мониторинговых наблюдений в многопрофильном хирургическом стационаре для профилактики гнойно-септических инфекций.
Научная новизна.
В условиях крупного многопрофильного хирургического стационара проведен эпидемиологический анализ заболеваемости ВБИ. Показано, что уровень заболеваемости при экстренных операциях достоверно выше, чем при плановых оперативных вмешательствах и имеет тенденцию к росту.
Установлены закономерности формирования внутрибольничных штаммов как по стационару в целом, так и по отделениям хирургического профиля. Отмечено существенное расширение видового состава этих возбудителей. В этиологической структуре превалируют энтеробактерии, неферментирующие гра- мотрицательные микроорганизмы и патогенный стафилококк. Преобладающее
большинство (более 80%) возбудителей характеризуются широкой полирезистентностью к антибиотикам.
Видовое разнообразие бактериальной контаминации объектов окружающей среды в стационаре соответствует микрофлоре из клинического и секционного материалов. Качественный состав представлен в основном условно- патогенными видами в ассоциациях, обладающими факторами агрессии и резистентностью к антибиотикам и дезинфектантам. Медицинский персонал стационара является носителем MRSE, S. aureus. Выделенные штаммы оказались низковирулентными и резистентными к различным группам антибиотиков.
Предложенный алгоритм профилактического мониторинга ВБИ на основе эпидемиологических особенностей гнойно-септических инфекций и биологической активности возбудителя является основой для оптимизации эпидемиологического надзора в условиях ЛПУ.
Практическая значимость работы и внедрение в практику
Материалы многолетних санитарно-микробиологических исследований в многопрофильном хирургическом стационаре использованы при разработке областной государственной социальной программы «Профилактика внутри- больничных инфекций» на 2001-2002 гг., утвержденной постановлением Законодательного собрания Иркутской области № 6/11-ЗС от 29.03.01 и Областной государственной социальной программы «Профилактика внутрибольничных инфекций» на 2003-2005 гг.
Определены оптимальные условия применения анавидина для обработки эндоскопического, ангиографического и наркозного оборудования. Оценено влияние смены антисептика на микробный пейзаж ГСЦ. Показано эффективное пролонгированное действие полигуанидинового антисептика. Результаты эпидемиологических и микробиологических исследований использованы при со
ставлении научно-методического пособия для врачей «Анавидин - универсальный дезинфектант и антисептик» Иркутск - 2000 г.
В работу бактериологической лаборатории внедрена методика определения резистентности к антисептикам и дезинфектантам и методика определения биологических свойств и вирулентности госпитальных штаммов.
Материалы диссертации используются в учебном процессе кафедры госпитальной хирургии, кафедр микробиологии и эпидемиологии ИГМУ, кафедры эпидемиологии и микробиологии Иркутского ГИУВа, кафедры фармакологии ИГИУВ, в лечебной практике ГУЗ ИОКБ.
Данные по антибиотикорезистентности положены в основу составления формуляра для закупки эффективных антибактериальных средств.
Основные положения, выносимые на защиту:
В многопрофильном хирургическом стационаре в многолетней динамике уровень заболеваемости ВБИ при экстренных операциях достоверно выше, чем при плановых оперативных вмешательствах. При этом из клинических проявлений ведущее значение имеют нагноения послеоперационной раны и гнойные осложнения брюшной полости. Среди возбудителей преобладают энтеро- бактерии, неферментирующие грамотрицательные микроорганизмы и патогенный стафилококк.
Качественный состав микробного загрязнения объектов внешней среды стационара соответствует микрофлоре, выделенной из клинического и секционного материалов. Возбудители ВБИ характеризуются существенным увеличением видового разнообразия, высоким уровнем их антибиотикоустойчивости и резистентностью к дезинфектантам.
Анавидин является высокоэффективным препаратом для дезинфекции объектов внешней среды, эндоскопической и наркозной аппаратуры. Это средство может быть рекомендовано для широкого использования в многопрофильном хирургическом стационаре.
4. Информативная и профилактическая значимость предложенного мониторинга существенно увеличивается при учете эпидемиологических особенностей ВБИ и биологической активности возбудителей.
Апробация работы
Основные результаты проведенного исследования доложены и обсуждены на:
Областной конференции «Внутрибольничные инфекции», Иркутск 26 апреля 2000;
заседании совета врачей-микробиологов «Внутрибольничные инфекции», Иркутск 03 марта 2004;
X Региональной конференции хирургов «Хирургические инфекции. Профилактика и лечение», г. Иркутск, 15-16 мая 2003;
заседании Иркутского отделения Всероссийского общества эпидемиологов, микробиологов и паразитологов «Внутрибольничные инфекции» 25 мая 2003;
Областной конференции «Актуальные проблемы хирургии», г. Иркутск 06 декабря 2003;
Областной конференции для средних медицинских работников «Профилактика внутрибольничных инфекций», Иркутск 20 декабря 2003;
Первом съезде хирургов Сибири и Дальнего Востока, г. Улан - Удэ, 22-24 июня 2005г.
Диссертация обсуждена 18 апреля 2005г. на совместном заседании Научно- клинического отдела Центра Восстановительной и реконструктивной хирургии СО РАМН, сотрудников кафедры госпитальной хирургии ИГМУ, врачей гнойно-септического центра ГУЗ ИОКБ.
Публикации
По теме диссертации опубликовано 8 печатных работ, методические рекомендации, 1 монография.
Структура и объем диссертации
Диссертация изложена на 175 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы (глава 1), материалов и методов исследования (глава 2), собственных исследований (главаЗ, глава 4, глава 5), заключения, выводов и списка литературы. Работа иллюстрирована 23 таблицами, 18 рисунками. Библиографический список включает 229 источников, из которых 83 опубликовано в отечественных и 146 в зарубежных изданиях.
Этиологическая структура (возбудители) послеоперационных гнойных осложнений в современных хирургических клиниках
Проблемы гнойных хирургических заболеваний сохраняют свое значение до настоящего времени во всех странах мира. Естественно, что наиболее значительная часть ВБИ приходится на заражение пациентов в стационарах. Подразделениями повышенного риска следует сегодня считать стационары хирургического профиля и ОРИТ [92, 224]. Частота ВБИ составляет не менее 5% [32, 61, 171,71].
Летальность при различных нозологических формах колеблется от 35 до 60%, а в случае генерализации инфекции достигает такого же уровня, как до изобретения антибиотиков [141, 209, 129, 112, 221, 186, 188, 40]. ВБИ являются четвертой по частоте причиной летальности в США после болезней сердечнососудистой системы, злокачественных опухолей и инсультов [146]. По данным Simonsen L., с соавт., летальность от нозокомиальной инфекции колеблется в пределах 1,9%-4% (80-90 тыс.) [203].
В настоящее время установлено, что уже через 2—4 дня после госпитализации больного, риск развития у него гнойных послеоперационных осложнений возрастает более чем в два раза. Результаты контролируемых исследований демонстрируют вдвое большую летальность среди пациентов с нозокомиальной инфекцией в сравнении с аналогичной группой без данного осложнения. Причем среди травматологических больных госпитальная инфекция увеличивает смертность в 3 раза [118].
Наиболее драматичны проявления госпитализма в палатах интенсивной терапии и реанимации. Нозокомиальные пневмонии в них в 5—10 раз чаще, чем в отделениях общехирургического профиля, что обусловлено длительной искусственной вентиляцией легких [20, 34]. Несмотря на строгое соблюдение асептики, актуальна опасность развития сепсиса, как инфекционного осложнения катетеризации центральных вен [147, 169, 212]. Особую настороженность вызывает госпитальная инфекция у больных, которым проводится гемодиализ, лучевое лечение, либо химиотерапия [113]. Почти в 100% случаев после более или менее длительных операций рана в конце вмешательства содержит микрофлору [58].
В зависимости от источника возбудителя нозокомиальные инфекции можно разделить на эндогенные и экзогенные [123]. Более 80% всех нозокомиальных инфекций имеют эндогенное происхождение. Для большинства ВБИ источником инфекции является эндогенная микрофлора кожи пациента, слизистых оболочек или полых органов. Эта микрофлора обычно представлена аэробными грамположительными кокками, а также грамотрицательной аэробной и анаэробной микрофлорой. Если во время операции вскрывается просвет полого органа желудочно-кишечного тракта, типичными микробами являются грамотри- цательные палочки - энтеробактерии, грамположительные микроорганизмы - энтерококки и анаэробы — бактероиды. Еще одним источником возбудителей ВБИ может быть распространение микроорганизмов из отдаленного очага инфекции [142, 207, 214, 202], особенно у пациентов с протезами, имплантантами. Эти устройства представляют место фиксации микроорганизмов [137, 162, 174].
Экзогенные источники возбудителей включают хирургический персонал (особенно членов хирургической бригады), окружающую среду операционной (в том числе воздух), инструменты и материалы, попадающие на стерильное поле во время операции [123].
После госпитализации микрофлора стационара быстро колонизирует пациентов и становится частью его комменсальной микрофлоры. На последующих стадиях при определенных обстоятельствах эти микроорганизмы могут вызывать, так называемые, экзогенные инфекции. Большинство этих возбудителей передается путем непосредственного контакта с пациентом, например, через руки, хотя определенная роль принадлежит передаче через контаминированное оборудование или материалы. Примерно половина всех нозокомиальных инфекций связана с проведением инвазивных диагностических и терапевтических процедур [204]. Все инвазивные мероприятия относят к экзогенным факторам риска, основными из которых являются: хирургические манипуляции, медицинский инструментарий, внутрисосудистые устройства, мочевыводящие катетеры, эндотрахеальные трубки и др. Экзогенная микрофлора представлена преимущественно аэробами, особенно грамположительными (стафилококками и стрептококками). Грибы из эндогенных и экзогенных источников реже вызывают ВБИ, и патогенез таких инфекций не вполне ясен [132]. Также экзогенными факторами являются лечебные мероприятия: антимикробная терапия, переливание крови и кровезаменителей, лечение кортикостероидами и цитостатиками.
Основные факторы риска развития ВБИ, вызываемой наиболее «проблемными» микроорганизмами MRSA, ванкомицин-резистентными энтерококками (VRE), грамотрицательными бактериями - продуцентами /3-лактамаз расширенного спектра (БЛРС), Clostridium difficile и Candida - многочисленны [198, 229].
Часть из них изучена, для некоторых определена количественно степень риска. На сегодня доказано, что возрастной фактор по степени риска равен 1,014,1%, сопутствующие заболевания (заболевания почек и печени, лейкемии, длительное пребывание пациента в стационаре) - от 1,1 до 45,0% в зависимости от заболевания; инвазивные процедуры (операции на ЖКТ, венозные и артериальные катетеры, мочевые катетеры, интубация и искусственная вентиляция легких (ИВЛ), зондовое питание) по степени риска составляют 1,2- 26,4%; антибактериальная терапия (лечение цефалоспоринами, пенициллинами, ванко- мицином, фторхинолонами и др.) - от 1,4 до 27,5% [123].
Пути распространения ВБИ тоже многообразны, многие хорошо изучены, в последнее время выявляются новые пути - стетоскопы [94], мобильные телефоны [183].
Антибиотикорезистентность, антисептикорезистентность, устойчивость к дезинфектантам основных возбудителей ВБИ
Антибиотикорезистентность возбудителей нозокомиальных инфекций представляет значимую терапевтическую проблему практически во всех стационарах. Так, например, G.F. Vovis считает, что примерно 50% всех нозокомиальных инфекций в настоящее время вызывается резистентными к антимикробным препаратам микроорганизмами [216]. Быстрое распространение таких штаммов в ОРИТ, и возникновение эпидемических вспышек различные авторы связывают с транзиторной контаминацией этими штаммами рук медицинского персонала, окружающей среды, а также частым использованием АМП. Необходимо помнить, что пациенты ОРИТ более восприимчивы к инфекционным агентам, прежде всего, вследствие наличия сопутствующих болезней, недостаточности энтерального питания, применения у них систем инвазивного мониторинга, парентерального введения различных лекарственных препаратов и др. Именно поэтому, несмотря на более низкую вирулентность так называемых "оппортунистических" микроорганизмов {Stenotrophomonas maltophilia, Acinetobacter spp., Aeromonas spp.) по сравнению с "классическими" возбудителями ВБИ в ОРИТ (S. aureus, P. aeruginosa, Е. coli, Klebsiella spp.), отмечается возрастание этиологической роли первых у пациентов, находящихся в ОРИТ. Следует лишь заметить, что публикуемые материалы содержат подчас весьма противоречивые показатели резистентности возбудителей гнойных процессов. Они различаются не только по странам, где проводились исследования, но различны в лечебных учреждениях одной страны. Так, например, в Швеции и Дании частота верификации MRSA составляла всего 0,3 и 0,1% соответственно в середине 90-х годов. В это же время, во Франции и Италии этот показатель был на уровне 34%. Наиболее часто этот возбудитель выделяли в хирургических отделениях, палатах интенсивной терапии, а преимущественной локализацией его были раны [227]. В северных регионах Англии этот же показатель зарегистрирован в 2,3% случаев, а в районе Темзы в 21—27%. Широкое применение антибиотиков, наблюдаемое в настоящее время, инициирует образование в бактериальной клетке нескольких генов лекарственной устойчивости. Под действием факторов окружающей среды и некоторых химических веществ возможно освобождение бактерий от R-плазмид, а малые, суббактериостатические, дозы антибиотиков и антисептиков индуцируют развитие устойчивости бактерий с помощью многообразных механизмов, включая синтез белков, препятствующих проникновению и накоплению препарата в бактериальной клетке. В исследованиях по созданию устойчивых к антибиотикам и антисептикам микроорганизмов (пассирование на средах с субмикробостатическими концентрациями препаратов) показано, что можно получать устойчивые варианты микроорганизмов почти ко всем классам антибактериальных препаратов, практически всех групп возбудителей [60, 43]. Временные параметры развития устойчивости варьируют в очень широких пределах, также как и величины превышения исходной устойчивости (от нескольких до тысяч раз). Эта устойчивость, в одних случаях сохраняется длительное время, в других - снижается быстро или возвращается к исходному уровню. Развитие лекарственной устойчивости микроорганизмов обусловлено не только широким и бесконтрольным применением антибактериальных препаратов в медицине. Использование антибиотиков в качестве кормовых добавок в животноводстве является важным фактором, акселерирующим этот процесс. Так, например, установлено, что Е. coli, содержащие R-плазмиды, могут переходить от одних цыплят к другим, а от них к работникам ферм. Эти данные получены при исследовании последствий применения кормов, содержащих окситетрациклин [60].
Чрезвычайно важно ориентироваться на представления о преобладающих при внутригоспитальных инфекциях возбудителях и их динамике. Особенность этих штаммов заключается в приобретении непредсказуемой антибиотикорези- стентности в соответствии со сложившейся практикой применения АМП в данном ЛПУ. Особый пессимизм вызывают возможности борьбы с множественно- резистентными микроорганизмами, которые сегодня способны продуцировать новые виды /3-лактамаз. В настоящее время насчитывается около 200 типов - лактамаз (плазмидные бета-лактамазы широкого спектра, плазмидные - лактамазы расширенного спектра и хромосомные /З-лактамазы). Острые проблемы создает способность грамотрицательных микроорганизмов продуцировать хромосомные /3-лактамазы класса С и плазмидные /3-лактамазы расширенного спектра класса А [73, 151]. Наиболее энергичная селекция мутантных штаммов происходит на фоне интенсивного применения цефалоспоринов третьего поколения. Частота устойчивости и ее механизмы могут существенно отличаться в стационарах, расположенных даже в одном городе, в отделениях даже одного стационара [151]. У Е. coli и Klebsiella spp., часто встречается резистентность к пенициллинам, к комбинации амоксициллина с клавулановой кислотой к цефалоспоринам I и II поколений, вызванная выработкой плазмидных /3-л актам аз. Другой фенотип резистентности связан с продукцией ТЕМ- и SHV- производных /3-лактамаз (БЛРС), разрушающих цефалоспорины III поколения и азтреонам. Этот механизм, впервые описанный у К. pneumoniae, встречается и у других представителей семейства Enterobacteriaceae. Кроме описанных механизмов, значительную проблему у этих микроорганизмов представляет резистентность к фторхинолонам и аминогликозидам. Так, в госпитале Bichat- Claude Bernard 97% /3-лактаморезистентных штаммов Klebsiella spp. были устойчивы к фторхинолонам и 78% вырабатывали фермент 6 (IV) ацетилтрансфе- разу, обусловливающую резистентность ко всем аминогликозидам, за исключением гентамицина. Другие представители семейства Enterobacteriaceae — Enterobacter spp., Serratia spp., Citrobacter freundii - обладают индуцибельной цефалоспориназой I класса, которая придает им резистентность к пенициллинам и цефалоспоринам третьего поколения. Количество вырабатываемого фермента может существенно возрастать во время лечения инфекций, вызванных первоначально чувствительными штаммами, и служить причиной терапевтических неудач. У этой группы микроорганизмов частота резистентности к /3-лактамам варьирует в пределах 25-50% (за исключением карбапенемов, устойчивость к которым составляет менее 5%). Ps. aeruginosa - один из наиболее частых возбудителей ВБИ. Он обладает комплексом механизмов резистентности к антибиотикам. Фенотип резистентности синегнойной палочки варьирует в различных странах. Однако, в целом, отмечается достаточно высокий уровень устойчивости к антисинегнойным пенициллинам, аминогликозидам и фторхинолонам [93], а также, связанная со сниженной экспрессией специфического белка наружной мембраны резистентность к имипенему. Фенотип резистентности других НГОБ, например рода Acinetobacter, существенно отличается от описанного для синегнойной палочки.
Эпидемиологическая роль медицинского персонала при ВБИ и реализация микробиологического мониторинга
Для определения оптимальных параметров применения анавидина (концентрация, время экспозиции) были проведены качественный и количественный суспензионные тесты на музейных штаммах Е. coli, S. aureus, Ps. aeruginosa, Proteus mirabilis, Candida albicans, с использованием в качестве контроля раствора фенола [43]. Проведен суспензионный тест с определением минимальной бактерицидной концентрации (МБК) и срока (пролонгированности) с использованием в качестве контроля препарата септодор (применяется в ГУЗ ИОКБ). Септодор использовали согласно инструкции по его применению.
В опытах использовали 16-20-часовые культуры тест-штаммов: Е coli АТСС 25922, S. aureus АТСС 29213, Ps. aeruginosa АТСС 27853, Proteus mirabilis АТСС 14153, С. albicans АТСС 10231, суспендированные в 0,5% растворе натрия хлорида с плотностью культур 10 КОЕ/мл. Время действия препарата выбирали в экспозиции от 0,5 до 5 мин. Для выбора действующей в этот срок концентрации готовили разведения анавидина 0,05; 0,25; 0,5; 1,0, 2% концентраций. В разведения анавидина добавляли тест-штаммы культур. По истечении экспозиции его нейтрализовали, и смесь засевали на стандартные для тест-штаммов среды. В качестве нейтрализатора использовали смесь, состоящую из 3% твина- 80 и 0,1% концентраций сапонина, цистеина и гистидина. Учет действия анавидина проводили по наличию или отсутствию роста на питательных агарах и определяли время антимикробного действия анавидина в зависимости от его концентрации. В качестве контроля исследовали эти же тест-штаммы на чувствительность к фенолу (1; 0,5; 0,25; 0,125; 0,06% разведения в 0,5% растворе натрия хлорида)
Испытуемые концентрации анавидина брали, исходя из результатов качественного суспензионного теста (0,5; 1; 2%). Испытание проводили на тест- штаммах Е coli и S. aureus. Плотность культур составляла 1 х Ю10 КОЕ/мл. Для каждого тест-штамма заготавливали серию разведений без белковой защиты, серию с белковой защитой (0,2% альбумин). Смесь препарата и культуры инкубировали в течение 0,5; 1; 5 минут. По истечении срока инкубации смесь нейтрализовали и высевали на кровяной агар. Активность оценивали по степени снижения КОЕ/мл по сравнению с контролем в ряду разведений с альбумином и в ряду без него. В качестве контроля использовали культуры с растворами фенола.
Исследовали музейные штаммы микроорганизмов:- , coli АТСС 25922, -S. aureus АТСС 29213, С. albicans. Данные штаммы использовали в концентрациях от 1 млрд. микробных клеток в 1 мл с последующим разведением до единичных клеток в 1 мл взвеси. Разведение делали по стандарту мутности, который производит ГИСК им. Тарасевича.
Испытания проводились методом смывов. Для этого поверхность рабочего стола была размечена на квадраты площадью 10x10 см (с такой площади обычно берут смывы в ЛПУ при плановой проверке согласно приказу МЗ [64]). Разведения музейных культур наносили на рабочую поверхность стола. После этого поверхность обрабатывали дезинфекционным средством в различной концентрации. Выдерживалось время экспозиции. Затем с поверхности брали смывы тампонами. Повторно с рядом расположенных мест смывы брали на 1, 3, 5, 7, 9 день после обработки. Тампоны помещали в жидкую питательную среду для накопления микробных клеток. Эти среды выдерживали в термостате при 37 С в течение 18-24 часов. На следующий день из среды обогащения производили высев на плотную питательную среду для подсчета количества колоний микроорганизмов (1 колония образуется из 1 микробной клетки). Для высева использовали следующие среды: Кесслер - для Е. coli; солевой бульон для S. .aureus, плотные среды Эндо для Е. coli, ЖСА для S. aureus, для С. albicans использовали жидкая и плотная среды Сабуро. Учет результатов чувствительности-резистентности к дезинфектанту проводили по наличию или отсутствию роста микроорганизмов. МБК определяли по разведению дезинфектанта, которое приводило к полной гибели тест-штамма. В качестве контроля использовали дезинфектант септодор. По прилагаемой к септодору инструкции, рекомендуемое разведение от 0,25 до 0,3%, время экспозиции - 10, 30 минут, срок использования в течение 24 часов.
По методикам [43, 44, 4] для определения чувствительности/устойчивости госпитальных штаммов использовали коммерческую среду Гевенталя-Ведминой. Для этого готовили серию питательных сред с разными концентрациями антисептиков в среде (0,0032; 0,0056; 0,01; 0,018; 0,032; 0,056; 0,1; 0,18; 0,32; 0,56; 1,0; 1,78; 3,16 %). Допускали двойной интервал между концентрациями. Водные растворы анавидина и хлоргексидина добавляли в питательную среду. По таблице, имеющейся в методике, рабочей концентрацией хлоргексидина определена как 0,05% (0,5мг/мл), дифференцирующая концентрация хлоргексидина - 0,125%, при таких условиях навеска хлоргексидина составила 0,19 мл 1% раствора на 1 чашку. Диапазон концентраций для анавидина был найден опытным путем. Расплавленную питательную среду после внесения разведений антисептика перемешивали и разливали на чашки Петри. Готовые чашки допускалось хранить в холодильнике 1 неделю. Перед посевом чашки подсушивали в термостате 30 минут при 37С. Исследовали штаммы, выделенные от больных гнойно-септического центра. При этом 2-3 произвольные культуры одного вида от одного пациента смешивали и испытывали в одной пробе (учитывали гетерогенность популяций). На одной чашке испытывали 25 культур. Культуры выращивали в термостате 18-20 часов на скошенных питательных агарах. Рост культур смывали стерильным 0,5% раствором натрия хлорида и стандартизировали по стандарту мутности 1ОЕД. Для посева исходную культуру разводили в 2 раза 0,5% раствором натрия хлорида. Отдельной пастеровской пипеткой вносили по 1 капле суспензии каждой испытуемой культуры по трафарету на питательную среду с антисептиком, где заранее делали стерильной палочкой 20-25 вдавле- ний. Посевы подсушивали на столе до впитывания культур, после чего помещали в термостат при температуре 37 С на 18-24 часа. Оценку чувствительности проводили по наличию или отсутствию роста бактерий в зонах посева на фоне трафарета с номерами культур. Культура, не давшая роста на среде с антисептиком, оценивалась как чувствительная к данной концентрации, а культура, растущая на ней, как устойчивая. На основании результатов испытания определили показатели чувствительности/устойчивости испытуемых культур к антисептикам. В качестве контроля использовали среду Гевенталя-Ведминой без антисептиков.
Отбор проб с поверхностей и оценка загрязненности воздуха и помещений гнойно-септического центра осуществляли по методикам, регламентированным в приказах МЗ [63, 64]. Смывы проводили с заранее намеченных объектов в выбранных помещениях, часть из них были постоянно контролируемыми. Смывы до обработки анавидином выполняли в конце рабочего дня при ожидаемой максимальной обсемененности поверхностей и оборудования. После забора смывов для оценки контаминации внешней среды до обработки анавидином - поверхности различного оборудования, стены, окна, пол помещений протирали ветошью, смоченной растворами 1% (1-я группа опытов) и 2% (2-я группа опытов) анави- дина из расчета 150мл/м . Пролонгированность действия 1 и 2% растворов ана- видина определяли через 1; 3; 5; 7; 14; 30 сутки методом смывов с разных участков обработанных поверхностей. Все смывы высевали на питательные среды, рекомендуемые [63, 64]. Культивирование, идентификацию и резистентность выделенных микроорганизмов проводили согласно действующим методикам (п.2.2). Госпитальные штаммы выявляли при помощи определения их биовара, профильного номера микроорганизма, выполняющего роль эпидемиологического маркера, определения их вирулентных свойств и резистентности к антибиотикам.
Изменение микробного пейзажа в различных помещениях ГСЦ при применении анавидина, как дезинфектанта
Культуры с адгезивной активностью были распределены по степени их активности следующим образом: высокоадгезивные культуры составили 21,7%, с низкой адгезивной способностью -25,6% и чаще других выделялись штаммы со средней активностью - 38,8%. Анализ культур, обладающих высокой адгезивной активностью, показал, что все они представлены Е. coli, S. aureus и Е. faecalis (табл. 3.12).
Также у бактерий, выделенных от медицинского персонала, мы определяли еще один фактор персистенции - антилизоцимную активность. Антилизоцим- ную активность микроорганизмов рассматривали как адаптацию, которая формируется микроорганизмом в ответ на неблагоприятное воздействие неспецифических факторов защиты со стороны макроорганизма. В связи, с чем не происходит элиминация микроорганизмов с кожи и слизистой оболочки.
Результаты выполненных исследований позволили выделить среди микрофлоры кожи рук и слизистой оболочки носа штаммы, которые проявляли антилизоцимную активность, что составило 21,2% от всех культур. Лидирующими среди них являлись энтеробактерии и стрептококки. Антилизоцимной активностью обладали 8% стафилококков, 50% стрептококков и 54,5% энтеробактерий.
По-видимому, именно энтеробактерии, S. aureus и Е. faecalis, обладающие высокими адгезивными свойствами в сочетании с другими видами микроорганизмов, проявляющими антилизоцимную активность, следует рассматривать как источники, участвующие в запуске инфекционных осложнений.
Параллельно с определением факторов агрессии у бактерий, выделенных из внешней среды (глава 3.3), выяснили их наличие у микроорганизмов, обнаруженных на коже и слизистой оболочке носа медицинского персонала. Наличие гемолизинов характеризует бактерии как возможных продуцентов токсических продуктов, вызывающих структурные или функциональные повреждения клеток макроорганизма, способствующих закреплению инфектанта и повышающих уровень его инвазии. Гемолитическая активность связана с цитотоксичностью, при этом лизирующая направленность не ограничена действием только на эритроциты, а распространяется также и на другие типы клеток. Активность токсических продуктов микробной клетки колеблется в широких пределах. Вместе с тем, агрессивные продукты жизнедеятельности аутомикрофлоры, как правило, не имеют четкой патогенетической направленности, это так называемые «токсины частного приложения». Эти токсические продукты, действуя раздельно, не определяют специфики патологического процесса. Однако, микробы - оппортунисты, могут продуцировать токсические вещества, индуцирующие вторичные токсины, которые выделяются при повреждении или активации клеток хозяина. Так, например, грамотрицательная микрофлора, при своем разрушении, выделяя липополисахариды, приводит к гиперсекреции цитокинов из стимулированных макрофагов и других клеток.
При исследовании бактерий с кожи рук и слизистой оболочки носа гемолизины были выделены у 65,7% исследованных культур микроорганизмов. Высокой гемолитической активностью обладали Е. coli, Е. faecalis и стафилококки. Среди микробных популяций других видов гемолитическая активность не установлена.
Фибринолитическая активность - как фактор агрессии, способствует генерализации патологического процесса. Фибринолитическая активность составила 21,4% в популяции коринебактерии (грам+палочки), в популяции стафилококков только 2,4 % культур обнаружили такую способность. В популяции других микробных сообществ данный фактор патогенности определить не удалось.
В целом, при определении степени патогенности среди стафилококковой микрофлоры, выделенной с кожи рук и слизистой оболочки носа, выявлено, что высоковирулентные культуры в популяции не обнаружились, средневирулент- ные штаммы составили незначительную часть (1,7%), тогда как низковирулентные превалируют над остальными (98,3%). Среди средневирулентных штаммов выделен только S. aureus.
На основании выше изложенного следует, что в микробиоценозе кожи рук и слизистой оболочки носа формируются микробные популяции, у которых границы между непатогенностью и патогенностыо имеют «размытый» характер. Проявление патогенности неспецифической микрофлоры и переход от колонизации к инфицированию с последующими осложнениями обусловливается нарушением микробиоценоза. В основе этого лежит развитие генетически запрограммированного процесса, который определяет контакт микробного агента с макроорганизмом. Результатом этого может быть как элиминирование микроорганизма, так и самые разнообразные по степени выраженности взаимодействия между микро - и макроорганизмом.
Антибиотикорезистентность микрофлоры, выделенной от медицинского персонала, рассматривалась в данной работе, как маркер патогенности микроорганизмов. Мониторинг за меняющейся чувствительностью микробов к лекарственным препаратам и выделение резистентных форм представляет собой важнейшую практическую значимость.
Представлен анализ чувствительности выделенной микрофлоры к 15 антибиотикам - пенициллину, ампициллину, оксациллину, гентамицину, тетрациклину, эритромицину, ко-тримоксазолу, ампициллину-сульбактаму, ванкомици- ну, рифампицину, нитрофурантоину, пефлоксацину, ципрофлоксацину цефазо- лину, имипенему. Проанализировано 133 штамма микроорганизмов, в том числе 85 штаммов стафилококков, 22 штамма энтерококков, 11 штаммов грамотрица- тельных бактерий, 15 штаммов прочих микроорганизмов полученных с кожи рук и слизистой оболочки носа медицинского персонала. Чувствительность проанализирована с помощью баканализатора АТВ Expression (Франция). В компьютерной базе данных баканализатора одновременно определялись виды микроорганизмов, количественные значения МИК, проводилась интерпретация результатов тестов на чувствительность с использованием двойной системы индикации, определялись сложные механизмы резистентности, скрининг (3- лактамаз расширенного спектра (БЛРС) у всех грам(-) бактерий, экспертная система оценки резистентности. Полученные данные приведены в табл.3.13.
