Содержание к диссертации
Введение
2. Обзор литературы
2.1. Иммунные реакции в воспроизведении сельскохозяйственных животных 7
2.1.1. Антигены живчиков и семенной плазмы, их биологическое значение 8
2.1.2. Аутоиммунные реакции у самцов 14
2.2. Оценка семени самцов-производителей 18
2.3. Разбавление семени самцов-производителей 21
2.4. Теория и технология замораживания семени самцов-производителей 31
2.5. Оттаивание семени самцов-производителей 36
2.6. Способы осеменения коров 38
3. Цель и задачи исследования 41
4. Материал и методика
4.1. Выявление аутоиммунных реакций у самцов-производителей 42
4.2. Моделирование действия иммунизации самцов живчиками и плазмой семени на качество эякулятов и результат осеменения 44
4.2.1. Влияние иммунизации самцов на оплодотворяемость, эмбриогенез и рождаемость от них потомства 48
4.3. Разработка протектора /защитная среда/ для разбавления семени сельскохозяйственных животных 49
4.4. Оценка качества семени /быков/, разбавленного новым протектором 52
4.5. Долгосрочное хранение семени быков 53
4.6. Модернизованный визо-цервикальный способ осеменения коров, комплект использованных инструментов 55
5. Результаты исследований
5.1. Мишени действия аутоантител к живчикам и к семенной плазме после иммунизации самцов кроликов 56
5.2. Аутоиммунные явления у быков-производителей и результаты осеменения коров 71
5.3. Определение биологической полноценности живчиков 76
5.4. Разработка нового протектора для семени сельскохозяйственных животных 85
5.5. Эффективность усовершенствованных технологических приемов, включая модернизованный визо-цервикальный способ искусственного осеменения коров в практических условиях 103
Обсувдениё результатов 116
Выводы 122
Практические предложения 123
Список литературы 125
- Антигены живчиков и семенной плазмы, их биологическое значение
- Разбавление семени самцов-производителей
- Выявление аутоиммунных реакций у самцов-производителей
- Мишени действия аутоантител к живчикам и к семенной плазме после иммунизации самцов кроликов
Введение к работе
Основные направления развития народного хозяйства СССР на период до 1990 г. и Продовольственная программа СССР предусматривают значительное увеличение производства продуктов животноводства.
Животноводство - важная отрасль сельского хозяйства, которая дает возможность перерабатывать часть продуктов растениеводства в высококалорийные продукты питания, - мясо и молоко, а также доставляет такие ценные материалы, как шерсть и кожа.
От состояния животноводства зависит полноценность питания населения ив значительной мере снабжение его доброкачественной продукцией, употребляемой для производства необходимых предметов потребления.
Экономическая выгодность животноводства зависит от продуктивности животных.
Основные зоотехнические методы повышения продуктивности - отбор на племя лучших животных, правильно осуществленный подбор пар и биологически обоснованное кормление.
Наиболее действенный метод повышения эффективности отбора -искусственное осеменение, разработанное впервые в СССР.
В настоящее время, когда осуществляется переход животноводства на промышленную основу, искусственное осеменение в нашей стране применяется в широких масштабах. Созданы крупные предприятия, на которых сосредоточены лучшие самцы-производители, генетический потенциал которых широко используют путем искусственного осеменения, что уже дало свои плода, - быстрое повышение породности животных и их генетического потенциала.
В современных условиях перевода животноводства на промышленную основу ,развития химии полимеров, дающей новые материалы, и в свете новых данных иммунологии воспроизведения некоторые элементы традиционной технологии искусственного осеменения нуждаются в модернизации и совершенствовании.
В частности, традиционные методы оценки качества семени дают возможность, в основном, определить степень пригодности эякулятов к использованию, судя по концентрации, резистентности, подвижности и скорости движения живчиков.
Вместе с тем, практически остается пока неучтенным состояние акросом живчиков, как носителей гиалуронидазы и акрозина - ферментов, обладающих антигенными свойствами и участвующих в процессе оплодотворения.
Изучение состояния акросом практически доступным методом может помочь оценить способность живчиков не только двигаться, но и оплодотворять яйцеклетки, особенно при определении качества доз оттаянного семени.
Общепринятая оценка эякулятов не учитывает состояния акросом, а также возможное возникновение аутоиммунных явлений в организме самцов-производителей.
На первых порах эти явления могут еще не отразиться на подвижности живчиков, но вызванные ими нарушения могут повлиять на результат осеменения. Вместе о тем, пока нет практически приемлемого теста для выявления начальных стадий аутоиммунного процесса. Между тем, такой тест мог бы послужить критерием для первичного отбора эякулятов, пригодных для длительного хранения, а также для выявления быков, в организме которых происходят аутоиммунные явления.
Для разбавления семени предложено несколько десятков рецептов сред, причем нередко сложного состава, включающих дефицитные им - 6 портные реактивы, без достаточного для этого биологического обоснования. Поэтому не снимается с повестки дня задача - разработать состав протектора, отвечающий потребности живчиков, согласно теории разбавления семени /43-62/,и в то же время более приемлемый! для практического использования, чем ныне применяемые /меньшая сложность состава, исключение импортных дефицитных реактивов и введение компонентов, усиливающих защитное действие протектора/
Развитие биологической науки, подъем технологии животноводства на более высокую ступень и успехи химии полимеров выдвигают задачи и открывают возможности модернизации технологии искусственного осеменения коров и телок.
Появилась перспектива замены традиционных металлических конструкций изделиями из синтетических полимеров, что более приемлемо с физиологической точки зрения и в то же время позволяет избежать расходования дефицитного металла.
В связи с изложенными соображениями назрела необходимость данного исследования: разработать новые методы оценки качества семени, на основании которых можно судить о биологической полноценности живчиков; выяснить способ и мишени действия аутоиммунных явлений в организме самцов-производителей сельскохозяйственных животных в процессе воспроизведения; усовершенствовать состав протектора для семени, а также выяснить в практических условиях эффективность визоцервикального способа осеменения с использованием модернизованных инструментов, сконструированных в отделе биологии воспроизведения /50/.
Антигены живчиков и семенной плазмы, их биологическое значение
Обнаружено, что антигенный спектр эякулированного семени самцов представляет собою сложную систему из "собственных" антигенов живчика, авгмгвровэпидидимиса и семенной плазмы.
Собственные антигены живчики приобретают в извитых канальцах по мере их формирования, начиная от круглых сперматид.
Именно в этих структурах начинается формирование акросомы живчиков - основного носителя их собственных антигенов. По мере фор-мирования жгутика формируются специфические для него антигены.
Изучение локализации собственных антигенов живчиков на срезах паренхимы семенника, проведенное иммунофлуоресцентным методом,показало, что антигенная активность проявляется отчетливо в удлиненных сперматидах и полностью сформированных живчиках, в основном, в области акрооомы /125, 135/.
Живчики млекопитающих домашних животных сложны по структуре, химическому составу и функциям /51, 164/. Эта сложность обусловливает антигенное многообразие зрелого живчика /163,201/
Антигены живчиков впервые были обнаружены И.И.Мечниковым еще в 1899 г. как вещества, вызывающие естественные токсины.С.Металь-ников в 1900 г, показал токсическое действие иммунных тел к живчикам с опытами по аутоиммунизации живчиками морских свинок.
Специфические для семени самцов антигены выявлены различными иммунологическими методами.
Применив метод электрофореза, обнаружили в живчиках быков три высокоспецифических антигена, которых не было в семенной плазме /191/. Методом преципитации в геле обнаружили в живчиках быка 7 антигенов /191/.
Несмотря на наличие некоторых антигенов общих для живчиков всех видов от юрского ежа до человека, выявлены впервые видовые особенности антигенов. Так, например, антигены живчиков быка не совпадали полностью с антигенами живчиков барана /158/.
Антигены живчиков имеют сложный химический состав. Сопоставление локализации в живчиках белковых, небелковых антигенов и сложных биологических полимеров: белков, полисахаридов и ДБК показало, что белок содержится во всех структурах живчиков в высокой концентрации. Наиболее иммуногенны белки акрооомы и жгутика. Основные антигены акрооомы живчиков кролика /192/, барана /189/, человека /243/. быка /33/ представлены гликопротвидами.
Для оплодотворения наибольшее значение имеют ферменты живчи ков. Иммунохимический подход позволил обнаружить в живчиках ферменты, оказывающие специфическое антигенное действие. Пока известны следующие точно определенные вещества живчиков: лактодегидроге-наза, локализованная в области экваториального сегмента живчика /184, 185, 186/; сорбитолдегидрогеназа, функции которой состоят в окислении сорбитола до фруктозы /213/, трипеиноподобная протеи-наза /акрозин/, локализованная во внутренней мембране акросомы, /183/ и гиалуронидаза, которая обнаруживается в мякоти акросомы /181/.
Основу иммуногенности живчиков всех видов составляет их акро-сомный фермент - гиалуронидаза /129, 133/.
Гиалуронидазная активность в процессе сперматогенеза возникает во время формирования акросомы /И.И.Соколовская,и др., 135 / при участии аппарата Гольджи.
Участие этого фермента в оплодотворении доказано многими исследованиями /118,119,135,202,214,215/. Он рассеивает клетки яйценосного бугорка и разрыхляет лучистый венец ооцита, облегчая проникновение оплодотворяющего ооцита.
Доказательство антиген ности гиалуронидазы - подавление гиалу-ронидазной активности иммунными сыворотками к ней, выработанными в организме самцов, иммунизированных гиалуронидазой их собственных живчиков, а также у изоиммунизированных самок /118,133,214/.
Использование иммунофлуоресценции показало, что антигенные свойства поверхности живчиков отражают их функциональную и морфологическую целостность и могут быть использованы для оценки их биологической полноценности /34/.
Из приведенных данных следует, что определение целости акросомы, как носителя жизненно важных и необходимых для оплодотво рения ферментов живчика,особенно гиалуронидазы и акрозина, - практически доступным методом может быть важным фактором улучшения результатов искусственного осеменения самок.
Антигены семенной плазмы, В процессе созревания живчиков и миграции их из извитых канальцев через сеть семенника, канальцы головки и тела эпидидимиса в каудальний участок эпадидшЕса на их поверхности обнаруживаются новые поверхностные антигены /125, 214, 215/.
Разбавление семени самцов-производителей
Еще в начале нашего столетия испытывали различные жидкости в качестве сред для разбавления семени. Однако примененные жидкости /раствор хлористого натрия, сода и др./ снижали результативность осеменений и действовали на живчики отрицательно, хуже, чем их естественная среда /27, 28/.
Секрет добавочных половых желез, вместе с которым живчики выделяются в эякулят, активирует их движения, но одновременно сокращает срок их жизни вне организма. Поэтому возникла задача разработки синтетических сред, пригодных для разбавления и хранения семени.
Экспериментально выяснены были основные требования к составу разбавляющих сред. На основании глубокого изучения биологических и биохимических свойств семени В.К.Милованов /43-62/, В.К.Милова-нов и Н.П.Шергин /47/ дали биологическое обоснование требований к средам для семени сельскохозяйственных животных.
Предложена классификация сред для семени /51, 52/. Соответственно этой классификации предпочтение следует отдать протекторам, которые обладают комплексом защитных компонентов, способствующих сохранению живчиков вне организма..
Основа теории разбавления семени состоит в том, что живчики в силу биологических особенностей обмена веществ нуждаются прежде всего в защите от преждевременной утраты биологической полноценности и от старения путем сохранения их энергетических ресурсов.
Значение неэлектролитов в составе протекторов. Пограничный электрический потенциал живчиков предохраняет введение в состав среды неэлектролитов /изотонические растворы различных Сахаров/ „яли аминокислот /гликокол и др./.
Роль неэлектролитов в средах для семени сельскохозяйственных животных многообразна. Положительное значение Сахаров обусловлено не их питательным действием, а защитным, предохраняющим липо-протеидные мембраны живчиков от потерь поверхностного электрического заряда, набухания и разрушения /44, 51/.
Применяли разные сахары либо их сочетания в составе сред для семени /глюкозу, лактозу, раффинозу, сахарозу и др./. Любой из этих сахаров обладал защитным действием /17,25,68,69,70,89,111, 218/.
В опыте по сравнительному испытанию защитного действия моно-и диоахаров в очень жестких условиях.-при быстром замораживании путем накалывания семени быка в жидкий азот без глицерина процент выживших живчиков в ксилозе был 32, фруктозе - 35, галактозе - 38, глюкозе - 47, трисахаре-раффинозе - 44, мальтозе - 48, в сахарозе - 50.
Видно, что наилучшими защитными свойствами обладал дисахар-сахароза. Есть предложения /17, 68/ применять смесь Сахаров /например, лактозы, фруктозы и раффинозы/.
Сравнение эффекта от применения смеси Сахаров с действием их порознь /19,51,144,146,147,155/ показало преимущества дисахара-сахарозы перед другими сахарами и их комбинациями.
Преимущества диоахаров перед моносахарами выразились в том, что при употреблении моносахаров глишрин уменьшает депрессию точки замерзания, а в среде с дисахарами /сахароза, лактоза,мальтоза/ не оказывает заметного гипотоничэского действия на семя быков. Оптимальные результаты замораживания, судя по качеству оттаянного семени, были получены при сочетании изотонической кон центрации дисахаров с 4$-ным глицерином /144/. В.П.Енин и А.К.Сеглинып /19/ изучали действие различных Сахаров на живчики при замораживании и из дисахаров предпочтение отдали сахарозе. Ее применение в среде дало такую же подвижность, выживаемость и устойчивость живчиков к замораживанию, как и смесь трех Сахаров /лактоза, раффиноза и сахароза/ /146, 147/. И.Н.Шайдуллин и Б.А.Варнавская /155/, проводя сравнительное биологическое испытание различных Сахаров в средах для семени барана, также нашли преимущество сахарозы перед другими отдельно взятыми сахарами, либо их сочетаниями. Выяснено, что в синтетических средах для разбавления, сохранения и замораживания семени барана и быка целесообразно использовать сахар-рафинад растворимый /ГОСТ 22-66/, а не препаративную сахарозу вследствие более строгого контроля за чистотой сахара, в котором содержится 99% чистой сахарозы.
Преимущества сахарозы состоят в том, что она хорошо растворяется; почти не содержит примесей и микроорганизмов; скорость ферментации под действием микробов в сахарозе меньше и, кроме того, она дешевле и доступна для широкого использования /146, 147/.
Солевые компоненты протекторов. Важным элементом теории хранения семени является выявленная В.К.Миловановым /43-62/ закономерность положительного действия на семя солей с многовалентными анионами.
Введение в среду изотонических растворов солей с многовалентными анионами защищает семя от избыточного накопления молочной кислоты и от изменений рН. Главное значение действия этих солей замедление набухания коллоидов цитоплазмы и мембран живчиков. Соли с двухвалентными анионами /сульфаты, фосфаты, тартрнты/ дей ствуют на живчиков благоприятнее, чем соли с одновалентными анионами /хлориды, нитраты/, а соли с трехвалентными анионами /цитраты/ либо четырехвалентный этилен-диамин-тетра-ацетат еще более благоприятны /51, 62/. ЭДТА, связывая ионы кальция и магния, разрушает имеющийся в порах биологических мембран дифрагмент, ответственный за проникновение в клетку и выход из нее нерастворимых в липидах гидрофильных веществ /40/. ЭДТА действует как сильный клешневидный агент, образуя внутри комплексные соединения, и таким путем связывая избыточные свобод ные ионы многовалентных тяжелых металлов. Он сохраняет,по-види мому, таким путем необходимые элементы, в том числе Са,Мд в среде при любых степенях разбавления семени, что дает возмож ность использовать ЭДТА в протекторах для разбавления семени. Среда с ЭДТА для хранения семени при комнатных температурах снижала поглощение кислорода семенем. При этом обратимая кислотная инактивация живчиков достигалась быстрее, чем в контроле примерно в 1,5 раза /104, 105/. ЭДТА обладает также бактериостати-стическим и противогрибковым действием /208, 240/. Четырехвалентная двунатриевая соль этилен-диамин-тетрауксус-ной кислоты /ЭДТА/ была изучена как компонент в составе синтетических сред для хранения семени быка /51/, барана /121/, хряка /35, 93/ и доказано ее положительное действие в составе протекторов для хранения семени.
Выявление аутоиммунных реакций у самцов-производителей
Наличие в сыворотке крови самцов-производителей аутоиммунных тел и влияние их на качество семени изучали по поведению живчиков в естественной аутосыворотке крови в присутствии комплемента методом "РОС" /75/. От 174 быков ЦСИО ВНПО МСХ СССР брали кровь из яремной вены в стерильные пробирки, готовили сыворотку, инактишровали при 56С в ультратермостате в течение 30-40 минут. Сыворотку хранили до использования в жидком азоте при -І96С. В качестве комплемента использовали свежую или оттаянную сыворотку крови морской свинки, разбавленную в 10 раз раствором I -ного хлористого натрия. Семя для реакции использовали с оценкой подвижности не ниже 0,7.
Сыворотку крови разбавляли I -ным раствором хлористого натрия в 2; 4; 8; 16 раз в стеклянных пробирках, вместимостью 2 мл.
Реакцию проводили в пластмассовых пластинах с лунками. В 4 лунки стерильной микропипеткой вносили по 0,1 мл разбавленной сыворотки, а в пятую - 0,1 мл I -ного раствора хлористого натрия для контроля.
В каждую лунку добавляли по 0;1 мл разбавленного комплемента и по 0,1 мл семени быка с концентрацией 300 млн/мл. Содержание лунок перемешивали легким покачиванием пластины, которую затем накрывали крышкой и ставили в водяную баню при +37С на I час, после чего читали реакцию.
Реакцию считали положительной /наличие аутоиммунных явлений у самца/ если живчики оседали на дно лунки, при отсутствии оседания в контроле. Титром аутоантител считали последнее разведение сыворотки, при котором происходило оседание живчиков.
Иммунизация самцов. Антигенами служили живчики и плазма семени раздельно. Семя брали в искусственную вагину,отделяли посредством центрифугирования (5 мин. при 3000 об/мин.) плазму семени. Осадок /живчики/ промывали три раза фосфатным буфером /рН-7,3/, центрифугировали после каждого промывания.
Осадок после окончательного /третьего/ центрифугирования ресуспендировали в растворе фосфатного буфера /NQC&- 8,75 г; КН2РО4 - 0,53 г, /Va%HP04 - 0,84 г, дистиллированная вода до 1000 мл, доводили рН до 7,3, используя 1% WQQH /, добавляя к I части осадка 4 части буфера.
Для экстракции суспензию замораживали в жидком азоте с последующим оттаиванием. Процедуру повторяли трижды, после чего центрифугировали, отделяли надосадочную жидкость,представляющую собою экстракт живчиков, который хранили до использования в холодильнике.
Для аутоиммунизации применяли экстракт живчиков или плазму семени, взятые от самцов до их иммунизации. Для сравнения проводили аллоиммунизацию, применяя экстракт живчиков из смешанных эякулятов и плазму семени самцов, неродственных иммунизируемому самцу. Перед приготовлением суспензии живчиков отделяли плазму семени центрифугированием. Живчики отбывали от плазмы добавлением буфера с последующим /трехкратным/ центрифугированием и хранили в холодильнике до использования для ауто- и аллоиммунизации.
Иммунизировали самцов по Н.Ю.Зубжицкому /26/ в конюнктиву глазного века. Каждый цикл иммунизации состоял из трех ежедневных инъекций по 0,05 мл плазмы семени и по 0,3 мл экстракта жив чиков. Цикл иммунизации повторяли трижды с 3-дневными интервалами. Через семь суток после завершения иммунизации у самцов брали кровь для выявления иммунного ответа.
Эффективность иммунизации определяли методом преципитации или подсчетом спонтанных розеток в периферической крови.
Метод спонтанного розеткообразования. Активность иммунного ответа определяли модифицированной реакцией розеткообразования по числу активированных лимфоцитов из периферической крови /134/.
Активность реакции розеткообразующих клеток, как показатель иммунного ответа самцов-кроликов на иммунизацию семенем,изучали следующим способом. Кровь брали из ушной вены в гепаринизирован-ные пробирки и выдерживали в холодильнике 2 часа. После этого отсасывали плазму с лейкоцитами и центрифугировали 5 минут при 1000 об/мин. Сливали плазму и отмывали лимфоциты фосфатным буфером /рН 7,2-7,4/ 2 раза по 5 мин. при 1000 об/мин. Потом отдельно готовили 1,5$ взвесь /трижды промытых фосфатным буфером/ эритроцитов барана и смешивали равные объемы суспензий лимфоцитов и эритроцитов в фосртном буфере. Смесь этих суспензий инкубировали 15 мин. в термостате при +37С, после чего выдерживали в холодильнике 12-20 часов. Отдельно готовили 1,25$ раствор глютараль-дегида, добавляя к 0,5 мл 25$ его раствора 9 мл фосфатного буфера при нейтральном значении рН.
Фиксировали лимфоциты, добавляя к смеси их с эритроцитами равный объем 1,25 -ного раствора глготаральдегида с рН 7,0/ конечная концентрация глютаральдегида 0,6%) и выдерживали 2-4 часа. После центрифугирования (5 мин. при 3000 об/мин) надосадочную жидкость удаляли, осадок промывали фосфатным буфером /рН 7,3/, центрифугировали, снова сливали надосадоч-нуго жидкость, суспендировали осадок в фосфатном буфере, снова центрифугировали и из осадка готовили мазки. Мазки Фиксировали метиловым спиртом в течение 10 мин., красили азур-эозином 45 минут при комнатной температуре и подсчитывали розетки с иммерсионным объективом 100.
Активированными считали лимфоциты, присоединившие по 3 и более эритроцитов барана.
В каждом варианте опыта исследовали по 400 лимфоцитов и вычисляли процент розеткообразующих из них.
Реакция преципитации. Использовали реакцию по Оухтерлони /223/. Готовили 1#-ный раствор агара на I$/V ac . Добавляли мертиолат, по I мл маточного раствора /I г на 100 мл воды/ на 100 мл агара. Агар разогревали в кипящей бане. Отмытые и обезжиренные чашки Петри диаметром 10 см прокаливали над спиртовкой и на строго горизонтальной поверхности заливали агаром по 10 мл. После застывания агара делали лунки.
Мишени действия аутоантител к живчикам и к семенной плазме после иммунизации самцов кроликов
Количество и качество семени, выделяемого в эякулятах самцов-производителей, зависит от многих факторов. Среди них возникновение непредвиденных аутоиммунных процессов, вызванных ослаблением гематотестикулярного барьера под влиянием травмы, либо перегрева семенников. С целью выяснения мишеней действия аутоантител и влияния отдельных компонентов семени на результат аутоиммуниза-ции создана была модель с применением нарочитой аутоиммунизации и для сравнения аллоиммунизации самцов компонентами эякулятов. Для этого самцов-кроликов иммунизировали экстрактом их же собственных живчиков, выделенных из эякулятов, либо плазмой их семени и исследовали влияние иммунизации на активность иммунного ответа, характеристику эякулята, а также на результат осеменения самок аутоиммунизированными или аллоиммунизированными самцами.
Результат сравнивали с контролем /те же самцы до опыта по их иммунизации/. Всего под опытом было 18 самцов-кроликов и 120 крольчих. Из 120 самок экстрактом живчиков аутоиммунизированных самцов осеменено 24, а экстрактом живчиков аллоиммунизированных самцов - 8 крольчих. Самцами аутоиммунизированными плазмой семени осеменена 41 самка, аллоиммунизированными плазмой семени - 26.
Для определения числа и состояния эмбрионов осеменено 48 самок. Из них самцами, иммунизированными аутоиммуногенами живчиков, осеменено 7, аллоиммуногенами живчиков - 2, аутоиммуногенами плазмы семени - II, аллоиммуногенами плазмы семени - 7. В качест ве контроля без иммунизации использовали 21 самку.
Для определения активности иммунного ответа на ауто- и алло-иммунизацию применили реакцию преципитации по Оухтерлони, а также реакцию спонтанного розеткообразования с эритроцитами барана фиксируя розетки глютаральдегидом.
После аллоиммунизации экстрактом живчиков других самцов преципитация в агаре выявила четкую реакцию между иммунной сывороткой к экстракту смеси эякулятов других самцов и этим же экстрактом.
После аутоиммунизации преципитация не выявила четкого специ-гуморвльного фического иммунного ответа, по-видимому, вследствие невысокого титра антител.
Для выявления активности иммунного ответа была также применена реакция спонтанного розеткообразования. Розеткообразущими считали лимфоциты, присоединившие 3 и более эритроцита барана.
Результаты подсчета розетко образующих лимфоцитов, извлеченных из периферической крови ауто- и аллоиммунизированшх экстрактом живчиков самцов,показаны в таблице I.
Из таблицы I видно, что аутоиммунизация как и аллоиммуниза-ция живчиками усилили иммунный ответ реакщей розеткообразования при статистически высокодостоверных различиях с контролем.
На фото I показаны типичные розеткообразующие лимфоциты с присоединившимися к их поверхности эритроцитами барана. Сравнительное действие ауто- и аллоиммунизации экстрактом живчиков на качество семени показано в таблице 2.
Из таблицы 2 видно, что аутоиммунизация, как и аллоиммуниза-ция экстрактом живчиков снизила объем эякулята, общее число живчиков и сохранность акрооом на статистически высокодостоверную величину по сравнению с контролем. На рис.1 графически представлено суммарное действие ауто- и аллоиммунизации на иммунный ответ /резко повысился/ и качество семени /резко снизилось/ по сравнению с контролем, взятым за 100$.
Из таблицы 3 видно, что иммунизация плазмой семени, как и живчиками вызвала сильный иммунный ответ, выраженный в увеличении активности розеткообразования более чем в 2 раза после ауто-иммунизации и более чем в 4 раза после аллоиммунизации по сравнению с контролем.
Иммунизация как ауто-, так и аллоплазмой снизила общее число живчиков в эякуляте, главным образом, вследствие снижения объема семени, что и ожидалось. Однако непредвиденно уменьшилось число живчиков с неповрежденными акросомами на статистически достоверную величину. Так как семя от самцов брали через 7, 10, 12, 14 и 17 суток после окончания иммунизации, то за этот период в эякуля-ты попадали в основном живчики ранее накопленные в каудальном участке эпидидимиса.
Следовательно, повреждения акросом под влиянием иммунных тел к плазме семени могли произойти в сформированных живчиках из придатка семенника. Изменения иммунного ответа : .и качества семени под влиянием иммунизации семенной плазмой представлены графически на рис.2. При сравнении с данными рис.1 видно, что плазма семени, как и живчики, обладает очень активным иммуногенным действием,особенно сильно влияя на активность иммунного ответа, объем эякулята и общее число живчиков. Исключение составляет подвижность живчиков, на которую иммунизация самцов плазмой семени подействовала незначительно. Для выяснения биологической полноценности эякулятов от иммунизированных самцов эякуляты использовали для осеменения крольчих, аналогов по породе и возрасту. Результаты осеменения самок иммунизированными самцами по данным сравнения числа желтых тел и Из таблицы 4 видно, что аутоиммунизация, как и аллоиммуниза-ция самцов экстрактом живчиков существенно снизила число живых эмбрионов у осемененных самок.
