Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 17
1.1. Методы обеспечения безопасности гемотрансфузий 17
1.1.1. Осложнения, связанные с групповой несовместимостью крови донора и реципиента 17
1.1.2. Бактериальное загрязнение гемотрансфузионных сред 18
1.1.3. Иммуномодуляция и иммуносупрессия у реципиентов гемокомпонентов 19
1.1.4. Вирусная безопасность гемотрансфузий: риск передачи гемотрансмиссивных инфекций, методы профилактики и
обеспечения вирусной безопасности гемокомпонентов 23
1.2. Криоконсервирование эритроцитов: обоснование метода замораживания и хранения эритроцитов, показания к применению 32
1.2.1. Обоснование метода замораживания и хранения эритроцитов 32
1.2.2. Обоснование клинического использования замороженных и
отмытых эритроцитов 39
1.3. Этиология и патогенез анемии недоношенных детей 42
1.3.1. Кроветворение плода и новорожденного 42
1.3.2. Патогенез анемии у недоношенных новорожденных 44
1.3.3. Распространенность и критерии оценки степени тяжести анемии у недоношенных новорожденных 50
1.3.3.1. Распространенность анемии недоношенных новорожденных. 50
1.3.3.2. Критерии оценки степени тяжести анемии недоношенных детей
1.3.4. Принципы лечения анемии недоношенных детей 52
1.3.5. Гемотрансфузия в практике лечения анемии недоношенных детей 53
1.3.6. Использование эритропоэтина в лечении анемии
недоношенных детей 57
Глава 2. Материалы и методы 60
2.1. Характеристика исследованных образцов донорской эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов 60
2.2. Характеристика больных, которым проведены трансфузии эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов 62
2.3. Дизайн исследования 64
2.4. Лабораторные методы исследования образцов донорской крови и оборудование, использованные в работе 66
2.5. Методы статистического анализа 68
Глава 3. Динамика параметров вирусной безопасности эритроцитсодержащих гемокомпонентов в кгбуз «алтайский краевой центр крови». сравнительная оценка лабораторных показателей эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов 70
3.1. Основные показатели заготовки донорской крови в КГБУЗ
«Алтайский краевой Центр крови» (КГБУЗ «АКЦК»). Принципы обеспечения вирусной безопасности эритроцитной массы 70
3.2. Производственные основы организации «Отделения долгосрочного хранения клеток крови» в КГБУЗ «АКЦК». Карантинизация замороженных эритроцитов 74
3.3. NАТ-генотипирование – этап обеспечения вирусной безопасности донорских эритроцитов 79
3.4. Комплексная оценка качества эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов .
82
Глава 4. Сравнительная эффективность применения эритроцитной массы и карантинизированных размороженных отмытых эритроцитов при коррекции анемического синдрома у недоношенных новорожденных 87
4.1. Клинико-лабораторная характеристика группы пациентов, получавших эритроцитарную массу для коррекции анемического синдрома 87
4.2. Клинико-лабораторная характеристика группы пациентов, получавших карантинизированные размороженные отмытые эритроциты (КРОЭ) для коррекции анемического синдрома 109
4.3. Сравнительная эффективность применения эритроцитной массы и карантинизированных размороженных отмытых эритроцитов при коррекции анемического синдрома у недоношенных новорожденных 98
4.4. Обоснование разного объема вводимых больным эритроцитной массы и карантинизированных эритроцитов при коррекции анемического синдрома у недоношенных новорожденных 121
Заключение 125
Выводы 131
Практические рекомендации 132
Список сокращений 133
Список литературы
- Иммуномодуляция и иммуносупрессия у реципиентов гемокомпонентов
- Характеристика больных, которым проведены трансфузии эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов
- Производственные основы организации «Отделения долгосрочного хранения клеток крови» в КГБУЗ «АКЦК». Карантинизация замороженных эритроцитов
- Сравнительная эффективность применения эритроцитной массы и карантинизированных размороженных отмытых эритроцитов при коррекции анемического синдрома у недоношенных новорожденных
Иммуномодуляция и иммуносупрессия у реципиентов гемокомпонентов
Лейкоциты и их фрагменты, содержащиеся в донорских гемокомпонентах, оказывают многофакторное отрицательное действие на организм реципиента [6, 8, 48, 83, 187, 205, 218]. В частности, донорские лейкоциты (более 2105 в дозе донорских гемокомпонентов) могут являться источником нежелательных иммунологических эффектов: HLA-аллоиммунизация, рефрактерность к трансфузиям тромбоконцентратов, фебрильные негемолитические реакции, болезнь «трансплантат против хозяина» (БТПХ), острое трансфузионное поражение легких. К тому же лейкоциты служат вектором переноса гемотрансмиссивных вирусов, в частности - Т-клеточного лейкоза человека, Эпштейна-Барр, цитомегаловируса и др., а также теоретически – возбудителя варианта болезни Крейцфельдта-Якоба. Цитомегаловирус и Т-лимфотропный вирус человека (HTLV) типов 1 и 2 связаны исключительно с клетками, а вирусы гепатитов В и С обычно находятся вне клетки. ВИЧ может находиться в обоих вариантах [179, 196, 206, 225]. Аллогенные лейкоциты, полученные реципиентом, способны индуцировать репликацию ВИЧ-1, привести к реактивации вирусов, к иммуномодуляции, приводящей к ускорению появления опухолей и бактериальной инфекции [183, 189, 207, 232]. Важным фактором профилактики данной категории осложнений является строгое определение показаний к гемотрансфузиям, поскольку подобные осложнения зависят от дозы, частоты и кратности трансфузий [24, 34, 57, 101, 181, 233].
Показано, что даже после замораживания и оттаивания в СЗП содержится некоторое количество лейкоцитов, способных к пролиферации [187, 202].
Hiruma K., Okuyama Y. (2001) выявили, что значительная часть лейкоцитов в СЗП (5104/доза) являются жизнеспособными. Из их числа почти 42% составляют CD 3+ клетки, 23% – CD 4+ клетки, 9% – CD 8+ клетки, играющие важную роль в возникновении БТПХ. При этом более 90% всех лейкоцитов экспрессировали HLA-антигены I класса, 37% – HLA-антигены II класса, что свидетельствует о потенциальной аллоиммуногенности донорской среды [205].
Посттрансфузионная болезнь «трансплантат против хозяина» (БТПХ) возникает, в первую очередь, у лиц с недостаточностью иммунитета, получивших трансфузию крови, содержащей жизнеспособные аллогенные лимфоциты (т.е. необлученную кровь, хранившуюся при 4 0С менее 2 недель). Посттрансфузионная БТПХ наблюдалась у иммунокомпетентных лиц, получивших трансфузию крови от членов своей семьи с близким типом HLA или от доноров, имеющих такой же гаплотип HLA, как и реципиент, и которые сами были гомозиготны по этому гаплотипу HLA. Имеются данные, что лимфоциты донора могут временно оставаться и пролиферировать у иммунокомпетентных реципиентов, участвуя в абортивной БТПХ. Адекватное гамма-облучение компонентов крови, содержащих лейкоциты, устраняет этот риск. Американская Ассоциация Банков Крови рекомендует облучать кровь, переливаемую следующим категориям пациентов: реципиентам стволовых клеток костного мозга и периферической крови, больным с врожденным иммунодефицитом, с некоторыми видами опухолей, недоношенным детям, а также всю кровь, переливаемую от родственников [139, 180, 203].
В последние годы большой интерес трансфузиологов и исследователей обращен к проблемам посттрансфузионных тромбозов и острого повреждения легких, ассоциированного с трансфузией (TRALI – Transfusion Related Acute Lung Injury) [7, 26, 55, 195, 199, 217, 230]. В настоящее время TRALI занимает 3 место среди причин смерти от посттрансфузионных осложнений, являясь причиной 10,5-15% посттрансфузионных смертельных исходов [7, 230].
В патогенезе развития посттрансфузионных тромбозов и острого повреждения легких, ассоциированного с трансфузией, ведущую роль играет формирование микроагрегатов из тромбоцитов, лейкоцитов и фибрина. Показано, что формирование и накопление микроагрегатов начинается уже в первые часы после заготовки крови, на 5-7 сутки хранения эритроцитной массы происходит скачок накопления микроагрегатов, а затем темпы прироста стабилизируются [180, 188, 218]. В эритроцитной взвеси, ресуспендированной в ЦОЛИПК 8 в соотношении 1:1, отмечается значительно более медленное накопление микро- и макроагрегатов; а в размороженных и отмытых эритроцитах при хранении отмечается нарастание уровня только макроагрегатов, тогда как динамика прироста числа микросгустков является недостоверной [82, 135, 139]. До 70-90% микросгустков-микроагрегатов, образующихся при хранении компонентов донорской крови, имеют диаметр 30-100 мкм, тогда как просвет легочных капилляров не превышает 15-25 мкм. В результате микроагрегаты вызывают нарушение гемодинамики малого круга кровообращения, усиление лимфотока из легких, задержку воды в легочной ткани и выраженное снижение газообменной функции легких вследствие микроэмболизации сосудистого русла. При массивных гемотрансфузиях это приводит к развитию острого респираторного дистресс-синдрома, с летальностью до 10% [82, 86, 87].
Эффективной мерой профилактики посттрансфузионных тромбозов, острого повреждения легких, а также иммуносупрессивных свойств гемокомпонентов является процедура лейкофильтрации [7, 8, 24, 48, 69, 76, 81, 85, 97, 98, 115, 123, 129, 163, 164, 165, 203, 221, 234, 241].
В настоящее время имеются несколько типов и поколений лейкоцитарных фильтров. Основными методами освобождения донорских гемокомпонентов от лейкоцитов с помощью фильтрации являются: 1) аферезный (используется при автоматическом плазмацитоферезе путем интегрирования лейкоцитарного фильтра в закрытую систему для получения компонентов крови); 2) фильтрация цельной крови до разделения на компоненты; 3) фильтрация во время разделения на компоненты; 4) фильтрация после получения компонентов из донорской крови; 5) прикроватные фильтры [8, 204, 221].
Предпочтение отдается технологиям заготовки донорской крови и ее компонентов, основанным на аппаратном аферезе или обеспечивающим лейкоредукцию в первые 6 часов после заготовки крови и ее компонентов, а также перед криоконсервированием эритроцитсодержащих компонентов [70, 76, 82, 83, 97, 98, 129, 132, 134, 164, 166].
Применение антилейкоцитарных фильтров признано эффективным и безопасным методом лейкоредукции, хотя имеются единичные сообщения о редких реакциях на фильтрацию в виде тяжелой гипотонии и респираторного дистресса [187, 204].
Характеристика больных, которым проведены трансфузии эритроцитной массы и карантинизированных размороженных эритроцитов
Обследование доноров проводилось в соответствии с Приказом Министерства здравоохранения Российской Федерации от 14 сентября 2001 г. № 364 «Об утверждении порядка медицинского обследования донора крови и ее компонентов», а также Приказов Минздравсоцразвития РФ от 16 апреля 2008 г. № 175н и от 6 июня 2008 г. № 261н «О внесении изменений в Приказ Министерства здравоохранения Российской Федерации от 14 сентября 2001 г. № 364 «Об утверждении порядка медицинского обследования донора крови и ее компонентов».
Приводим подробное описание обследования доноров и тестирования заготовленных от них компонентов крови.
На первом этапе происходило изучение электронных баз данных доноров и лиц, отведенных от донаций, сформированных в КГБУЗ «АКЦК». Дополнительно изучалась информация из баз данных Центра по борьбе со СПИДом и другими инфекционными заболеваниями, а также Роспотребнадзора с целью выявления лиц, инфицированных вирусами ВИЧ, гепатитов В и С, и контактных с ними граждан. С 2009 года в КГБУЗ «Алтайский краевой центр крови» реализуется Приоритетный национальный проект (ПНП) «Здоровье», в том числе сегмент информационного обеспечения – Единая Федеральная база данных на действительных и потенциальных доноров «АИСТ».
Лабораторные исследования образцов крови доноров включали иммуногематологические, биохимические, ИФА и ПЦР-тесты.
Определение группы крови проводили по системам АВ0, резус-фактор, Kell прямой и перекрестной методиками с использованием моноклональных антител и стандартных эритроцитов на аппарате «Hemos SP» («BIO-RAD», Франция, 2009 г.), а также гелевой методикой с использованием гелевых карт и центрифуг (типа «Dianafuge», «Grifols», Испания, 2003г.). Типирование проводилось по 11 параметрам, в том числе антигенам A, B, D,ag K, минорным системам и резус С, с, Сw, E, e.
Уровень гемоглобина у доноров определяли на электрофотоколориметре «КФК 2» (Загорский оптико-механический завод, 1984 г.) и на автоматическом гематологическом анализаторе «D-3» («Drew Scientific», Великобритания, США; 2009 г.). Перечень биохимических параметров, определявшихся в образцах сыворотки доноров, включал уровень общего билирубина методом Йендрашика-Гоффа; общего белка биуретовым методом; аланинаминотрансферазы (АЛТ) кинетическим методом, выполнявшихся на биохимическом анализаторе «Vegasys» («АМS s.r.l.», Италия, 2009 г.).
Лабораторное исследование образцов сыворотки доноров с целью выявления антител к возбудителям гепатитов В и С, ВИЧ, сифилиса проводилось методом ИФА. При проведении иммуноферментного анализа использовались тест-системы, регламентированные Приказом МЗ РФ от 30 июля 2001 г. № 292 «Об использовании иммуноферментных тест-систем для выявления антител к ВИЧ в сыворотке крови человека» [117].
Выполнение ИФА-тестов проводилось на анализаторе «iMark» («BIO-RAD», США, 2009 г.), с использованием фотометра для микропланшет «480» («BIO-RAD», США, 2007 г.), спектрофотометра MRX «Revelation» («Dynex», США, 2002 г.), вошеров «Солюкс» (НФП «Соллюкс», ТОО г. Дубна, 1994 г.), «ПП2 428» (НПФ «ИММЕДТЕХ», г. Дубна, 2002 г.), «MRW» («Dynex», США, 2002 г.), «PW 40» («BIO-RAD», США, 2007 г.), Термостата «EB1» («Thermo Elektron Corporanion», Франция, 2007 г.), термошейкера для иммунопланшет «PST-60HL-4» («BIOSAN», Латвия, 2005 г.).
С 2009 года, после оснащения лаборатории по программе ПНП «Здоровье», скринирование образцов донорской крови на маркеры гемотрансмиссивных инфекций методом ИФА проводится на анализаторе «Evolis» («BIO-RAD», США, 2009 г.).
С 2007 года в Алтайском краевом центре крови была внедрена методика скринирования ИФА-отрицательных образцов донорской крови на маркеры гепатитов В, С и ВИЧ методом полимеразной цепной реакции (ПЦР) в режиме реального времени на амплификаторе «CFX-96» («BIORAD», США, 2009 г.), с 2009 года – «С1000» («BIORAD», США, 2009 г.).
Перед выдачей в лечебную сеть в размороженных отмытых эритроцитах проводилось определение уровня свободного гемоглобина в надосадочной жидкости колориметрической реакции с бензидином. Допустимый уровень гемоглобина в надосадочной жидкости – менее 0,2 г на дозу.
Определение показателей гемоглобина, эритроцитов и гематокрита в капиллярной крови у всех пациентов проводили с помощью гематологического анализатора «MD-18» («Beckman Coulter», США) и фотометра «КФК-3-01» (Россия).
Производственные основы организации «Отделения долгосрочного хранения клеток крови» в КГБУЗ «АКЦК». Карантинизация замороженных эритроцитов
Приводим пример, иллюстрирующий клиническую ситуацию, потребовавшую трех гемотрансфузий. История болезни № 194. Больной К.С., дата рождения 24.05.1999 г. Срок гестации на момент родов – 29 недель, масса тела при рождении 1300 грамм. На 29 сутки поступил в отделение патологии недоношенных с диагнозом: Перинатальное поражение ЦНС тяжелой степени. Двухстороннее субэпидемальное кровотечение. Внутриутробная двусторонняя пневмония. Дыхательная недостаточность II-III степени. При поступлении выявлена анемия средней степени тяжести: гемоглобин – 97 г/л, эритроциты – 3,61012/л, гематокрит – 27%. Была выполнена трансфузия 18 мл одногруппной эритроцитной массы (на момент трансфузии масса тела пациента составила 1360 грамм). Однако на следующие сутки после трансфузии при лабораторном контроле отмечалась отрицательная динамика показателей красной крови: гемоглобин – 76 г/л, эритроциты – 2,91012/л, гематокрит – 24%, клинически состояние пациента оставалось тяжелым, в связи с чем через сутки была выполнена повторная гемотрансфузия (20 мл эритроцитной массы; масса тела пациента на момент трансфузии 1385 грамм). Показатели клинического анализа крови до трансфузии: гемоглобин – 73 г/л, эритроциты – 2,31012/л, гематокрит – 22%, после трансфузии: гемоглобин – 106 г/л, эритроциты – 3,81012/л, гематокрит – 32%. Клинически состояние пациента оставалось нестабильным, и через две недели вновь было выявлено снижение уровня гемоглобина, потребовавшее выполнения третьей трансфузии: гемоглобин – 78 г/л, эритроциты – 3,61012/л, гематокрит – 24%. После переливания 25 мл эритроцитной массы (масса тела пациента на момент третьей трансфузии 1750 грамм) была отмечена положительная динамика показателей красной крови: гемоглобин – 109 г/л, эритроциты – 4,01012/л, гематокрит – 28%. Несмотря на то, что нормализации уровня гемоглобина не было достигнуто, клиническое состояние пациента стабилизировалось, и от дальнейших гемотрансфузий было решено воздержаться. В дальнейшем пациент получал препараты железа и был выписан в удовлетворительном состоянии с нормальными показателями клинического анализа крови.
Единственный пациент потребовал четырех гемотрансфузий для стабилизации клинического состояния и лабораторных параметров. История болезни № 280. Больной О.А., дата рождения 05.08.1999 г. Срок гестации на момент родов – 30 недель, масса тела при рождении 1760 грамм. На 18 сутки поступил в отделение патологии недоношенных с диагнозом: Перинатальное поражение ЦНС тяжелой степени. Острая правосторонняя пневмония в нижней доле. Дыхательная недостаточность II-III степени. При поступлении была выявлена анемия средней степени тяжести: гемоглобин – 96 г/л, эритроциты – 4,01012/л, гематокрит – 27%. Была выполнена трансфузия 15 мл одногруппной эритроцитной массы (на момент трансфузии масса тела пациента составила 1359 грамм). При контроле показателей красной крови на следующие сутки отмечалась нормализация лабораторных показателей: гемоглобин – 147 г/л, эритроциты – 4,61012/л, гематокрит – 44%. Однако через 5 суток отмечалась резкая отрицательная клинико-лабораторная динамика; при контроле показателей периферической крови вновь было выявлено существенное снижение гемоглобина – до 97 г/л, эритроцитов – до 3,01012/л, гематокрита – до 27%. Была выполнена вторая трансфузия эритроцитной массы в объеме 15 мл (масса тела на момент выполнения второй трансфузии составила 1480 грамм). На следующие сутки при контрольном исследовании показателей периферической крови отмечалась существенная положительная динамика показателей красной крови: гемоглобин – 128 г/л, эритроциты – 3,11012/л, гематокрит – 38%. Однако эффект повторной трансфузии также оказался непродолжительным, и через 6 суток в периферической крови определялись следующие показатели: гемоглобин – 76 г/л, эритроциты – 2,61012/л, гематокрит – 24%. Была выполнена третья трансфузия эритроцитной массы в объеме 40,0 мл (масса тела пациента на момент выполнения третьей трансфузии составила 2280 грамм). При лабораторном контроле на следующие сутки в крови пациента определялись следующие значения параметров красной крови: гемоглобин – 108 г/л, эритроциты – 3,61012/л, гематокрит – 32%. Состояние пациента оставалось тяжелым, и через 21 день вновь было выявлено резкое снижение уровня гемоглобина – до 58 г/л, эритроцитов – до 2,01012/л, гематокрита – до 18%. Пациенту была выполнена четвертая трансфузия эритроцитной массы в объеме 45,0 мл (масса тела пациента на момент выполнения четвертой трансфузии составила 2950 грамм). На следующие сутки при контроле определялись нормальные показатели гемоглобина – 138 г/л, эритроцитов – 4,01012/л, гематокрита – 40%. В последующем состояние пациента стабилизировалось, и дальнейших гемотрансфузий не потребовалось.
Для анализа эффективности заместительной терапии эритроцитной массой в условиях анемии различной степени тяжести мы проанализировали динамику лабораторных показателей уровня гемоглобина, эритроцитов и гематокрита в подгруппах с изначальным уровнем гемоглобина 60-80 г/л (анемия тяжелой степени) и 81-100 г/л (анемия средней степени тяжести). В первой подгруппе с анемией тяжелой степени было выполнено 30 трансфузий, в подгруппе с анемией средней степени тяжести было выполнено 29 трансфузий.
Одна трансфузия была выполнена пациенту с начальным уровнем гемоглобина менее 60 г/л, трем пациентам – с уровнем гемоглобина 101 г/л и более (не учитывались в данном анализе). Таким образом, группу пациентов с анемией тяжелой степени составил 21 пациент (получили 30 трансфузий), группу пациентов с анемией средней степени тяжести составили 17 пациентов (получили 29 трансфузий).
Обе подгруппы были сопоставимы по массе тела на момент выполнения трансфузии и объему использованной эритроцитной массы: средняя масса тела пациентов в подгруппе с тяжелой анемией составила 2197,9±469,9 грамм, а в подгруппе пациентов с анемией средней степени тяжести – 1935,5±602,7 грамм (Р 0,05); объем использованной эритроцитной массы в первой подгруппе в среднем составил 29,9±8,8 мл, во второй подгруппе – 26,4±9,3 мл (Р 0,05).
Сравнительная эффективность применения эритроцитной массы и карантинизированных размороженных отмытых эритроцитов при коррекции анемического синдрома у недоношенных новорожденных
Процедура вирусной инактивации свежезамороженной плазмы широко внедряется в практику работы службы крови России [15, 16, 46, 49, 100, 108, 114]. Однако процедура вирусной инактивации не применима к эритроцитсодержащим средам, а в литературе имеются пока лишь единичные сообщения о разработках подобных методик для красной крови [82].
В нашей работе проанализирован опыт отделения долгосрочного хранения клеток крови КГБУЗ «АКЦК» за 2006-2012 гг. по определению первичного и вторичного брака эритроцитсодержащих гемокомпонентов. Всего была проведена проверка 200 601 промышленного образца различных гемотрансфузионных сред.
Результаты проведенных широкомасштабных исследований показали, что в структуре брака криоконсервированных эритроцитов (глава 3) ведущее место принадлежит гепатиту С – в среднем до 38,4% от общего числа забракованных доз; на долю гепатита В приходится до 34,5%, сифилиса – 27,2%. В целом вторичный брак криоконсервированных эритроцитов после полугодовой карантинизации за 2006-2012 гг. составил в среднем 1,4% от общего числа заложенных на хранение доз. Необходимо подчеркнуть, что в промышленном объеме заготовки крови оценка вторичного брака донорских эритроцитов проведена в Российской Федерации впервые.
В ходе выполнения исследования было показано, что методики NAT тестирования также не лишены наличия периода неинформативного диагностического окна (глава 3), что сохраняет риск остаточного инфицирования даже после ПЦР-скрининга. В связи с этим для обеспечения вирусной безопасности эритроцитсодержащих сред необходимо использование как входного ПЦР-тестирования, так и ПЦР-контроля при карантинизиции замороженных эритроцитов. В главе 3 нами было показано, что после введения процедуры карантинизации компонентов донорской крови опасность заражения реципиентов расчетно снизилась в 1,8 раза. Введение процедуры NAT-генотипирования привело к снижению риска заражения еще в 2,3 раза.
В образцах эритроцитной массы и карантинизированных отмытых эритроцитов (глава 3) нами оценены уровень рН, калия и АЛТ, а также проведено исследование образцов ЭМ и КРОЭ на гематологическом анализаторе с определением уровня гемоглобина, гематокрита, лейкоцитов и тромбоцитов. Исследованы образцы надосадочной жидкости использовавшихся гемотрансфузионных сред для оценки влияния супернатанта ЭМ и КРОЭ на агрегацию тромбоцитов здоровых людей. Вышеперечисленные параметры определялись в 50 образцах ЭМ и 50 образцах КРОЭ.
После лабораторного анализа эритроцитсодержащих сред было установлено, что гемотрансфузии КРОЭ, с точки зрения остаточного содержания клеток крови (лейкоцитов, тромбоцитов), уровня калия и влияния на тромбоцитарную агрегацию, более предпочтительны, чем ЭМ. Кроме того, по результатам проведенной работы было обосновано увеличение объема используемых КРОЭ у недоношенных новорожденных с анемией средней и тяжелой степени в среднем на 20-25 % по сравнению с обычной эритроцитной массой.
Методика криоконсервирования и длительного хранения эритроцитов позволяет накапливать запас образцов красной крови редких фенотипов и осуществлять их карантинизацию [41, 43, 44, 46, 66, 97, 98, 106]. Деглицеринизированные клетки сопоставимы по объему, гематокриту и эффективности применения с обычными эритроцитами, хранящимися в жидком виде [32, 139, 213, 235]. Однако данных о применении карантинизированных замороженных донорских эритроцитов в лечении анемии у недоношенных новорожденных детей в доступной нам литературе нет.
В связи с этим представленный в работе многолетний успешный опыт службы крови Алтайского края по оказанию трансфузиологического пособия недоношенным новорожденным с анемией с использованием эритроцитов, криоконсервированных при умеренно низких температурах и прошедших процедуру 6-месячной карантинизации, представляется особенно актуальным.
В клинической практике эритроцитная масса и карантинизированные размороженные эритроциты использованы у 84 недоношенных новорожденных с анемией различной степени тяжести, сопоставимых по возрасту, весу, по степени тяжести анемии и сопутствующей патологии (перинатальное поражение ЦНС, пневмония с дыхательной недостаточностью).
Все пациенты были разделены на 2 группы: в первую вошли 42 новорожденных с анемией, получавших гемотрансфузионную поддержку эритроцитной массой (ЭМ); во вторую – 42 новорожденных с анемией, в лечении которых использовались карантинизированные размороженные отмытые эритроциты (КРОЭ).
При анализе результатов использования эритроцитсодержащих сред, представленных в главе 4, достоверно подтверждена клиническая эффективность применения как эритроцитной массы, так и карантинизированных размороженных отмытых эритроцитов. Однако следует отметить ряд особенностей, выявленных при анализе результатов лабораторных показателей в группе пациентов, получавших карантинизированные размороженные отмытые эритроциты.