Электронная библиотека диссертаций и авторефератов России
dslib.net
Библиотека диссертаций
Навигация
Каталог диссертаций России
Англоязычные диссертации
Диссертации бесплатно
Предстоящие защиты
Рецензии на автореферат
Отчисления авторам
Мой кабинет
Заказы: забрать, оплатить
Мой личный счет
Мой профиль
Мой авторский профиль
Подписки на рассылки



расширенный поиск

Взаимодействие молекулы ДНК с синтетическими аналогами антибиотиков и алкалоидов различной структуры Осинникова Дарья Николаевна

Диссертация - 480 руб., доставка 10 минут, круглосуточно, без выходных и праздников

Автореферат - бесплатно, доставка 10 минут, круглосуточно, без выходных и праздников

Осинникова Дарья Николаевна. Взаимодействие молекулы ДНК с синтетическими аналогами антибиотиков и алкалоидов различной структуры: диссертация ... кандидата Физико-математических наук: 02.00.06 / Осинникова Дарья Николаевна;[Место защиты: Санкт-Петербургский государственный университет], 2016

Содержание к диссертации

Введение

1. Взаимодействие молекулы ДНК с низкомолекулярными соединениями 8

1.1. Различные способы связывания низкомолекулярных биологически активных соединений с двойной спиралью ДНК 8

1.1.1. Интеркаляционное связывание 8

1.1.2. Бороздочное связывание 12

1.1.3. Внешнее связывание 15

1.1.4. Сложные комбинированные взаимодействия 16

1.2. Алкалоиды 23

2. Методы исследования 30

2.1. Спектроскопия поглощения в видимой и ближней УФ-области 30

2.2. Метод кругового дихроизма 34

2.3. Изотермическая калориметрия 38

2.4. Вискозиметрия как метод исследования изменений макромолекулярных параметров ДНК при комплексообразовании 41

2.5. Двойное лучепреломление в потоке 45

2.6. Приготовление растворов комплексов ДНК-лиганд и особенности их гидродинамического поведения 50

3. Производные изохинолина 56

3.1. Индольные производные изохинолина 56

3.2. Пирроло-изохинолины 69

Выводы 80

4. Бензоимидазофталазины 81

Выводы 98

Заключение 100

Список литературы

Введение к работе

Актуальность темы исследования. Молекула ДНК является мишенью для воздействия многих биологически активных веществ (БАВ), которые, в свою очередь, делятся на природные и синтетические. К биологически активным соединениям относятся антибиотики (продукты жизнедеятельности бактерий) и алкалоиды (органические азотсодержащие соединения, преимущественно растительного происхождения). Механизмы их воздействия на организм весьма разнообразны, от обезболивающего действия до противоопухолевой активности. Так, известный антибиотик, актиномицин D используется в терапии против рака, а алкалоид папаверин как спазмолитическое средство.

Способы связывания БАВ с ДНК обусловлено уникальной двуспиральной структурой макромолекулы. Они могут быть различны: интеркаляция, бороздочное связывание, электростатические взаимодействия с фосфатными группами на поверхности двойной спирали. В зависимости от способа связывания, многие лиганды могут нарушать функции макромолекулы, в результате чего, например, тормозится рост злокачественных новообразований

Известно, что некоторые лиганды, обладая плоским гетероциклическим хромофором, способны встраиваться между парами оснований двойной спирали ДНК, тем самым нарушая ее функционирование в качестве матрицы. Однако до настоящего времени не существует однозначных выводов о зависимости способа связывания гетероциклических лигандов с ДНК от их химической структуры.

С целью повышения эффективности и уменьшения побочных действий уже известных лекарственных средств, постоянно идет синтез новых соединений, являющихся их аналогами. Все это делает весьма актуальным проводимое в данной работе исследование взаимодействия с ДНК новых синтетических соединений, в том числе и синтезированных на основе известных лекарственных агентов.

Целью работы являлось исследование взаимодействия с молекулой ДНК 24 новых синтетических соединений, составляющих две группы аналогов алкалоидов изохинолинового и фталазинового рядов: установление наличия связывания данных соединений с макромолекулой и влияния особенностей их структуры на способ связывания и структуру образующихся комплексов.

Для достижения цели, были поставлены следующие задачи:

определение термодинамических параметров связывания новых синтетических лигандов с ДНК,

определение изменений макромолекулярных параметров ДНК при связывании с лигандами.

Для решения этих задач были использованы микрокалориметрический, спектральные, гидродинамические и оптические методы исследования.

Научная новизна работы. Впервые были получены комплексы новых синтетических производных изохинолина и бензоимидазофталазина с молекулой ДНК. Были определены термодинамические параметры их взаимодействия, а также способ связывания этих лигандов с макромолекулой. Впервые был обнаружен новый способ связывания производных актиноцина с ДНК в виде межмолекулярных сшивок, возникающих в условиях полуразбавленных растворов и малых концентраций лиганда.

Положения, выносимые на защиту:

- Алкалоиды изохинолинового ряда: пирроло-изохинолины и индольные производные изохинолина, образуют с молекулой ДНК равновесные обратимые комплексы.

Исследованные в работе пирроло-изохинолины взаимодействуют с ДНК способом частичной интеркаляции.

Способ связывания индольных производных изохинолина с ДНК: интеркаляция в двойную спираль или связывание в бороздке, зависит от наличия и положения на хромофоре гидрофобного заместителя.

- Способность производных бензоимидазофталазина образовывать с молекулой
ДНК обратимые равновесные комплексы, а также их структура зависит от
природы заместителя вдоль длинной оси хромофора и наличия громоздкого
гидрофобного заместителя вдоль короткой оси хромофора.

Интеркаляции бензоимидафталозинового хромофора в двойную спираль ДНК препятствует наличие громоздкого заместителя вдоль его короткой оси.

Пиперазиновые производные бензоимидафталозина связываются с молекулой ДНК по одной из бороздок, увеличивая ее термодинамическую жесткость.

- Производные актиноцина, содержащие в амидных группах протонированные
диэтиламино-группировки, в условиях перекрывании макромолекулярных
клубков образуют межмолекулярные сшивки ДНК.

Теоретическая и практическая значимость работы. Результаты, полученные в настоящей работе, расширяют круг соединений - комплексонов ДНК, которые могут быть использованы в процессе поиска новых лекарственных препаратов. Установленные структурные особенности соединений, влияющие на их способ связывания с ДНК, могут быть использованы при направленном синтезе новых аналогов биологически активных соединений с заданным механизмом действия. Обнаруженное в работе образование некоторыми производными актиноцина межмолекулярных сшивок ДНК в условиях полуразбавленных растворов, может служить новым механизмом биологического действия этих соединений in vivo.

Достоверность полученных результатов подтверждается использованием отработанных методик, воспроизводимостью экспериментальных результатов и согласованностью данных, полученных независимыми методами.

Апробация работы. Основные результаты, полученные в работе, были представлены на следующих конференциях:

  1. III Международная конференция «Современные проблемы молекулярной биофизики» (Санкт-Петербург, 2011)

  2. 55 Всероссийская научная конференция МФТИ (Москва, 2012)

  3. IV съезд биофизиков России (Нижний Новгород, 2012)

  4. XIX international conference of chemical thermodynamics in Russia (Москва, 2013)

  5. Российская молодежная конференция по физике и астрономии ФизикаСПб 2013 (Санкт-Петербург, 2013)

  6. XVII Симпозиум по межмолекулярному взаимодействию и конформациям молекул (Владимир, 2014)

  7. Международная молодежная конференция по физике и астрономии ФизикаСПб 2014 (Санкт-Петербург, 2014)

  8. XX International Conference on Chemical Thermodynamics in Russia RCCT 2015 (Нижний Новгород, 2015)

  9. Международная молодежная конференция по физике и астрономии ФизикаСПб 2015 (Санкт-Петербург, 2015)

  10. V Съезд биофизиков России ( Ростов-на-Дону, 2015) По теме диссертации опубликовано 13 работ, в том числе 3 статьи: 2 в

индексируемых в международных библиографических базах данных Web of Science и Scopus, 1 в рекомендованном ВАК научном журнале.

Личный вклад автора заключался в проведении экспериментальных исследований, обработке и интерпретации данных, полученных методами спектрофотометрии, спектрополяриметрии, вискозиметрии и динамического двойного лучепреломления, обработке данных изотермического микрокалориметрического титрования, анализ полученных результатов, а также в написании статей и подготовке докладов по результатам исследований.

Структура и объем работы диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, четырех глав, заключения, списка использованной литературы.

Интеркаляционное связывание

Третьим возможным способом взаимодействия малых молекул с ДНК является образование внешнего комплекса. Некоторые лиганды способны связываться с фосфатными группами ДНК. Такое внешнее неспецифичное связывание имеет электростатическую природу и константы связывания более низкие, чем при интеркаляционном и бороздочном связывании ( 104 М-1) [26]. Такой тип взаимодействия обычно возникает у лигандов, несущих положительный заряд [42].

Наличие внешней «оболочки» вокруг молекулы ДНК, компенсирующей электростатическое расталкивание между фосфатными группами ДНК, может приводить к уменьшению объема макромолекулы вплоть до ее конденсации. Этот процесс изучался в работах Блюмфельда с соавторами [42-45], в которых методами калориметрии, спектрофотометрии, кругового дихроизма исследовалось взаимодействие ДНК со спермидином, спермином, гексамином кобальта (рис.1.4).

В отличие от интеркаляционного и бороздочного связывания, внешнее связывание носит преимущественно энтропийный характер. Это объясняется тем, что при образовании комплекса с положительно заряженным лигандом, происходит высвобождение с поверхности ДНК ранее связанных с ней молекул противоионов [26].

Следует отметить, что внешнее электростатическое связывание соединения на поверхности двойной спирали ДНК свойственно для многих интеркалирующих лигандов, так как они часто имеют в своем составе положительно заряженные группы. Помимо электростатических взаимодействий с фосфатными группами, эти структуры стабилизируют стэкинг-взаимодействия между плоскими гетероциклическими хромофорами молекул лиганда. В спектрах поглощения лигандов, образующих агрегаты на поверхности ДНК, наблюдается гипохромный эффект с отсутствием сдвига, обусловленный стэкинг-взаимодействием [46].

К настоящему времени исследовано взаимодействие с ДНК большого количества низкомолекулярных соединений, обладающих достаточно сложной и разнообразной структурой. Это привело к появлению различных модификаций классических моделей связывания.

Наличие громоздких заместителей у гетероциклического хромофора, способного интеркалировать в двойную спираль ДНК (акридин, фенантридин, феноксазин, феназин), либо препятствует интеркаляции хромофора [47], либо приводит к значительным отклонениям от классической интеркаляции по модели Лермана.

При наличии двух громоздких заместителей вдоль длинной оси хромофора наблюдается, так называемая, «проникающая интеркаляция». При проникающей интеркаляции, хромофор встраивается между парами оснований ДНК таким образом, что один заместитель связывается по большой бороздке, а другой по малой. Примером соединения, связывающегося таким образом, может служить нафталин диимид (рис.1.5). Рис.1.5. Структура нафталин диимида.

Исследование взаимодействия с ДНК этого соединения [48] показали, что константы связывания при проникающей и классической интеркаляции близки по своим значениям. Главным отличием от классической интеркаляции является очень медленная кинетика связывания.

Некоторые антрациклиновые антибиотики также связываются с ДНК таким образом, что аминосахарный заместитель агликона оказывается в малой бороздке, а кольцо с метоксигруппой – в большой (рис.1.6) [49].

В работе [50] было показано, что при интеркаляционном связывании антрациклинового антибиотика дауномицина с ДНК, термодинамическая жесткость макромолекулы увеличивается значительно больше, чем при классической интеркаляции лиганда. В некоторых случаях наличие у соединения громоздкого заместителя, препятствующего встраиванию между парами оснований ДНК, может приводить к возникновению неполной (частичной) интеркаляции, при которой изменения в гидродинамических свойствах макромолекулы выражены значительно слабее. Такое связывание актиноцинового хромофора наблюдается при взаимодействии с ДНК противоопухолевого антибиотика актиномицина D.

Молекула актиномицина D состоит из плоского гетероциклического хромофора (актиноцина) и двух пентапептидных лактонных колец (рис.1.7).

Актиноциновый хромофор является классическим интеркалятором [13]. Однако при связывании актиномицина D с ДНК не наблюдается увеличения характеристической вязкости ДНК, а оптическая анизотропия комплекса даже уменьшается по сравнению с анизотропией свободной ДНК [51]. В то же время происходит раскручивание двойной спирали ДНК, аналогичное наблюдаемому при интеркаляции [19]. Для объяснения наблюдаемых изменений в свойствах макромолекулы при ее связывании с актиномицином D была предложена модель неполной интеркаляции, согласно которой актиноциновый хромофор лишь частично встраивается в двойную спираль ДНК, вызывая в этом месте изгиб двойной спирали (кинк) [52]. Этот изгиб наилучшим образом способствует Ван-дер-Ваальсовым контактам пептидных лактонов в малой бороздке.

Сложные комбинированные взаимодействия

Если при прохождении света через среду, плоскость его поляризации поворачивается на некоторый угол, то такая среда называется оптически активной.

Если разложить плоско-поляризованную волну на лево- и право-поляризованные по кругу волны, то при прохождении плоско-поляризованного света через оптически активное вещество одна их этих волн будет распространяться в веществе с большей скоростью, чем другая. В оптически активной среде обе поляризованные по кругу компоненты распространяются с разными скоростями, но оказывается, что в такой среде поглощение света, обладающего левой круговой поляризацией (AL), отличается от поглощения право-поляризованного света (AR). После прохождения через среду каждая составляющая остается по-прежнему поляризованной по кругу, но радиусы окружностей, описываемых электрическими векторами, теперь различаются. Это явление называют круговым дихроизмом [116]. При прохождении луча через слой вещества толщиной d плоскость поляризации поворачивается на угол а = -(пт -nR)d, (2.11) где - длина волны падающего света, nL и nR - показатели преломления для левой и правой волн [117].

В результате сложения противоположно поляризованных составляющих получается эллиптически поляризованный свет, так как составляющие обладают разными амплитудами. КД измеряется путем попеременного пропускания через образец то лево-, то право поляризованного света и регистрации соответствующей разности поглощений As, которая является мерой величины КД. Величина Ag=(4 4) Эта разность может быть как положительной, так и отрицательной. Спектр КД представляет собой зависимость разности коэффициентов поглощений от длины волны. Величина As имеет большие значения только в узкой области частот вблизи максимума поглощения хромофора.

Оптически активные хромофоры делятся на два типа: к первому относятся хромофоры, которые сами по себе уже являются асимметричными и обладают оптической активностью, ко второму - хромофоры, которые становятся оптически активными в результате асимметричного окружения. Этим окружением могут быть как собственные боковые группы, ковалентно связанные с хромофором, так и другие атомы и молекулы, с которыми хромофор взаимодействует, например, в силу того, что находится в комплексе с асимметричной (спиральной) молекулой ДНК.

Под влиянием структурной асимметрии макромолекулы возникает асимметрия электронной оболочки хромофора лиганда, даже если свободный лиганд оптически не активен. Это явление носит название индуцированного кругового дихроизма (ИКД). Возникающий индуцированный КД сопряжен с длинноволновыми полосами поглощения и вызван взаимодействием хромофоров лиганда с азотистыми основаниями ДНК и/или друг с другом. Взаимодействие изолированного хромофора с азотистыми основаниями ДНК приводит к появлению индуцированного КД в виде одиночной отрицательной или положительной полосы, ассоциированной с длинноволновой полосой спектра поглощения хромофора лиганда. Взаимодействие же хромофоров связанных с ДНК молекул лиганда между собой приводит к возникновению спектра индуцированного КД в виде двойной полосы разных знаков равной интенсивности (ИКД экситонного типа) [118].

Вклад в величину индуцированного КД вносят три основных эффекта [119]: 1. электронные взаимодействия лиганда с центрами связывания макромолекулы, что на спектре КД проявляется в виде положительного или отрицательного спектра, совпадающего по форме со спектром поглощения лиганда, 2. магнитно-электрические и диполь - дипольные взаимодействия лиганда и оснований ДНК, 3. экситонные взаимодействия, которые зависят от расстояния между хромофорами и от геометрии молекул: а) экситонное взаимодействие хромофоров макромолекулы и лиганда при условии, что их уровни близки между собой (при этом наблюдается спектр разного знака в полосе поглощения хромофоров макромолекулы и лиганда), б) экситонное взаимодействие хромофоров соседних лигандов, расположенных асимметрично друг относительно друга (при этом наблюдается расщепление в полосе лиганда на положительный и отрицательный спектр). Экситонное расщепление очень мало, его нелегко обнаружить при помощи обычных методов измерения поглощения. КД значительно увеличивает этот эффект благодаря наличию полос противоположного знака.

В некоторых случаях, когда основной вклад в ИКД вносит экситонное взаимодействие хромофора лиганда и ближайших азотистых оснований ДНК, можно определить ориентацию молекулы лиганда на двойной спирали ДНК [23]. Однако для этого необходимо знать направление поляризации взаимодействующего электронного перехода хромофора [120].

Величина индуцированного КД в полосе поглощения отражает свойства исключительно связывающего вещества. Это облегчает выявление эквивалентных центров связывания, а также определение количества связанных лигандов. Эти теории имеют, однако, довольно узкую область применения. Поэтому трактовка полученных результатов представляет значительные трудности, а спектры КД используются, как правило, только для качественного определения способа связывания. Все выводы относительно конформации макромолекул, сделанные на основе спектрополяриметрических данных, необходимо проверять другими методами. Спектры КД были получены на дихрографе Mark-IV фирмы «Jobin-Yvon». Полученные электронные данные обрабатывались в программе Origin 8.0. Толщина кюветы 5 см.

Вискозиметрия как метод исследования изменений макромолекулярных параметров ДНК при комплексообразовании

К сожалению, значительное перекрывание длинноволновых спектров поглощения лигандов и ДНК не позволяет проследить за изменением интенсивности и положения максимума длинноволновой полосы поглощения лиганда в процессе титрования и сделать вывод о природе наблюдаемого эффекта. Можно предположить, что при связывании этих соединений с ДНК имеет место сильное взаимодействие молекул лиганда между собой вплоть до образования агрегатов.

Определить параметры связывания для данных соединений методом СФТ не представляется возможным.

У соединений третьей группы при титровании не наблюдается заметных изменений в спектре поглощения (рис. 4.13). К этой группе относятся морфолиновые производные, имеющие в положении громоздкий заместитель (соед. 18-20). Отсутствие изменений в спектрах поглощения в присутствии ДНК может свидетельствовать об отсутствии связывания лиганда с макромолекулой в данных условиях.

Спектры поглощения при титровании соед.20 при постоянной концентрации лиганда, равной 110-5М, //=0.001 (цифры на графике соответствуют отношению Слиг/СДНК), толщина кюветы 5 см. Спектрополяриметрические исследования

Для проведения спектрополяриметрического (СП) титрования использовались те же растворы, которые были приготовлены для СФ титрования. Все исследованные соединения ни имеют собственного кругового дихроизма. Соединения первой группы (соед. 17, 21-23) имеют КД очень низкой интенсивности, сопряженный с длинноволновой полосой поглощения. Наиболее значительная величина индуцированного кругового дихроизма (ИКД) в присутствии ДНК появляется у соединения 22 при Слиг/СДНК=1 (рис.4.14). В области Слиг/СДНК =(0.71-1.06) интенсивность отрицательной полосы уменьшается. При большом избытке ДНК в растворе (Слиг/СДНК0.3) наблюдается низкоинтенсивная полоса КД.

Можно предположить, что возникновение полосы КД при избытке лиганда в растворе связано с образованием агрегационных структур. Поскольку образовавшаяся отрицательная полоса КД охватывает не только область поглощения лиганда, но и область поглощения ДНК, возможно, что возникновение этой полосы вызвано изменением структуры ДНК в этих условиях. Увеличение количества ДНК приводит к разрушению этих структур и проявлению в спектрах ИКД взаимодействия между близко связанными молекулами лиганда в виде экситонного спектра в полосе поглощения лиганда. Этим может быть обусловлено появление положительного КД, соответствующего длинноволновой составляющей этого спектра. При избытке ДНК расстояние между соседними связанными молекулами лиганда увеличивается, что приводит к уменьшению их взаимодействия и к уменьшению интенсивности экситонного спектра, что соответствует спектру ИКД изолированно связанной молекулы лиганда. Его знак и интенсивность зависят от ориентации хромофора относительно оси двойной спирали ДНК.

При СП титровании соединений 21 и 23 характер изменения их спектров КД при увеличении концентрации ДНК аналогичен описанному для соединения 22. Правда, в этом случае интенсивность отрицательного КД при низких концентрациях ДНК меньше, и взаимодействие между молекулами лиганда на соседних местах связывания проявляется слабее (рис. 4.15).

Спектры КД при титровании соед. 21 при постоянной концентрации лиганда, равной 110-5М, //=0.001 (цифры в скобках соответствуют отношению Слиг/СДНК), толщина кюветы 5 см. У морфолинового производного (соед.17) на спектрах КД наблюдается только низко-интенсивный отрицательный ИКД, появляющийся при увеличении концентрации ДНК в растворе (рис. 4.16).

Остальные морфолиновые производные (соед. 18-20) в присутствие ДНК не имеют ИКД в видимой области. Это подтверждает предположение об отсутствии связывания этих соединений с ДНК. Соединения с пиперидиновым заместителем (соед.12-16) также не имеют ИКД при 300 нм. Однако в этом случае отсутствие ИКД в этой области длин волн вероятно связано с аномальным характером изменений спектров поглощения этих соединений в присутствии ДНК. Способ связывания соединений с ДНК

Вискозиметрия и динамическое двойное лучепреломление. Для определения способа связывания лиганда с ДНК исследовали комплексы, образующиеся при Слиг/СДНК= 0.1. Согласно данным СФТ, можно предположить, что в этих условиях практически весь лиганд находится в связанном состоянии. Параллельное измерение характеристической вязкости и оптической анизотропии комплекса позволяет обнаружить наличие изменений контурной длины (L) высокомолекулярной ДНК при образовании комплекса, которое имеет место при интеркаляционном связывании лиганда. Результаты измерения характеристической вязкости представлены в таблице 4.4.

Индольные производные изохинолина

Величина отношения Петерлина не зависит от контурной длины макромолекулы. Его увеличение при образовании комплекса может быть вызвано ростом термодинамической жесткости и/или увеличением средней оптической анизотропии мономерного звена за счет присоединения молекулы лиганда. Для расчета средней оптической анизотропии мономерного звена комплекса при интеркаляционном и бороздочном связывании лиганда использовали соотношения (2.41) и (2.42), соответственно.

Угол ориентации плоскости хромофора лиганда относительно оси сегмента макромолекулы в случае интеркаляции равен нулю, так как плоскость интеркалировавшего в двойную спираль хромофора располагается перпендикулярно оси двойной спирали ДНК. В случае связывания в малой бороздке, этот угол равен 45 [120]. Оптическую анизотропию мономерного звена свободной ДНК и молекулы лиганда в ее собственных осях приближенно рассчитывали, пользуясь схемой тензорной аддитивности поляризуемостей валентных связей [144]. При г = 0.1 в обоих случаях изменение средней (Й-ЯД. оптической анизотропии мономерного звена " J незначительно: для модели интеркаляции это соотношение равно 1.04, а для модели бороздочного связывания - 1.035. Следовательно, основное изменение оптической анизотропии макромолекулы при образовании комплекса вызвано увеличением термодинамической жесткости. Относительное изменение длины куновского сегмента Аг/А0 при образовании комплекса рассчитывали по формуле (2.40). Относительное изменение контурной длины вычисляли по формуле (2.43). Результаты расчета этих величин для интеркаляционной и бороздочной моделей связывания, а также теоретическое значение относительного изменения контурной длины для этих моделей представлены в таблице 4.6.

Оказалось, что только в случае взаимодействия с ДНК соединений 12 и 17 изменение контурной длины макромолекулы соответствует модели интеркаляции. В остальных случаях контурная длина практически не меняется, что указывает на неинтеркаляционный способ связывания. Можно предположить, что данные соединения связываются с ДНК по одной из бороздок двойной спирали.

Все исследованные производные бензоимидазофталазина, имеющие в положении R1 заместитель пиперидин, пиперазин, а также соединение с остатком морфолина в R1 и без громоздкого заместителя в положении R2 взаимодействуют с молекулой ДНК, на что указывают изменения в спектрах поглощения. Отсутствие изменений в спектрах поглощения и КД у соединений с остатком морфолина в R1 и имеющими громоздкий заместитель в положении R2 говорит об отсутствии связывания лигандов с молекулой ДНК в условиях проводимых экспериментов.

Соединения 21-23, содержащие в положении R1 остаток пиперазина при СФТ имеют в спектрах гипохромный эффект и батохромный сдвиг. Спектры поглощения и КД соединений дают возможность предположить существование вторичного связывания при увеличении соотношения концентраций лиганд/ДНК до 1 и выше, данный тип связывания носит, скорее всего, агрегационный характер.

Соединение с морфолиновым заместителем без громоздкого заместителя в положении 2 (соед.17) связывается с ДНК одним способом.

При образовании комплексов при Слиг/CДНК= 0.1 у этих соединений наблюдается увеличение вязкости одновременно с увеличением оптической анизотропии макромолекулы. Теоретический расчет для разных моделей показал, что увеличение вязкости происходит в основном за счет увеличения термодинамической жесткости, при этом возрастания контурной длины макромолекуы не происходит. Следовательно, данные соединения взаимодействуют с ДНК бороздочным способом.

Взаимодействие с ДНК соединений 12 и 17 при С/С = 0.1 вызывает такое же увеличение характеристической вязкости, как и в случае пиперазиновых производных. Однако изменение термодинамической жесткости цепи макромолекулы при связывании этих соединений с ДНК заметно меньше. Расчет показывает, что имеет место увеличение контурной длины макромолекулы, и данные соединения взаимодействуют с ДНК интеркаляционным способом.

При связывании с ДНК соединений 13-16 ее характеристическая вязкость не меняется, что говорит об отсутствии изменений в ее макромолекулярной структуре при образовании комплекса.

Таким образом, незначительные изменения в структуре (размер и природа заместителя) оказывают влияние на способ связывания лиганда и на изменение конформации макромолекулы при образовании комплекса.

Из всех исследованных производных бензоимидазофталазина только два являются интеркаляторами в условиях эксперимента. Наличие громоздкого гидрофобного заместителя в положении 2 бензоимидазофталазинового хромофора препятствует его интеркаляции в двойную спираль ДНК. Пиперазиновый заместитель в положении 1 бензоимидазофталазинового хромофора способствует связыванию соединения в одной из бороздок ДНК независимо от наличия громоздких гидрофобных заместителей в положении 1 хромофора.

Исследование производных бензоимидазофталазина показывает, что способ связывания лиганда с ДНК можно определить только используя несколько косвенных методов параллельно. Ни спектры поглощения, ни изменения вязкости, ни знак ИКД не позволяют сделать однозначный вывод о способе связывания.