Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Существующие подходы к лечению больных сахарным диабетом 1-го типа (обзор литературы) 15
1.1 Поджелудочная железа 15
1.1.1 Строение и функция поджелудочной железы 15
1.1.2 Морфология и функция островков Лангерганса 16
1.1.3 Внеклеточный матрикс поджелудочной железы 17
1.2 Сравнительный анализ существующих методов лечения больных сахарным диабетом 1-го типа 18
1.2.1 Инсулинотерапия 19
1.2.2 Трансплантация поджелудочной железы 21
1.2.3 Трансплантация островков Лангерганса 22
1.3 Технологии тканевой инженерии и регенеративной медицины 24
1.3.1 Тканевые эквиваленты для замещения и восстановления эндокринной функции поджелудочной железы 24
1.3.2 Клеточные компоненты тканевого эквивалента 25
1.3.3 Методы выделения (изоляции) островков Лангерганса 26
1.3.4 Матриксы – носители для тканеинженерных конструкций 29
1.3.4.1 Биорезорбируемые матриксы 29
1.3.4.2 Децеллюляризованные тканеспецифические матриксы 31
1.3.4.3 Естественные компоненты внеклеточного матрикса 33
1.3.5 Влияние других типов клеток на островки Лангерганса при их совместной инкубации in vitro 38
1.3.5.1 Влияние мезенхимальных стволовых клеток на островки Лангерганса при их совместной инкубации in vitro 38
1.3.5.2 Влияние фибробластов на островки Лангерганса при их совместной инкубации in vitro 40
1.4 Основные проблемы создания тканеинженерых конструкций поджелудочной железы 41
Глава 2. Материалы и методы 44
2.1 Экспериментальные животные 44
2.2 Выделение (изоляция) и идентификация островков Лангерганса 46
2.2.1 Процедура изоляции островков Лангерганса 46
2.2.2 Идентификация свежевыделенных изолированных островков Лангерганса 47
2.3 Биополимерный микрогетерогенный коллагенсодержащий гидрогель – биополимерный миметик внеклеточного матрикса 48
2.4 Тканеспецифический матрикс из децеллюляризованной ткани поджелудочной железы крысы 49
2.4.1 Протокол децеллюляризации поджелудочной железы крысы 50
2.4.2 Количественное определение ДНК в тканеспецифическом матриксе 51
2.4.3 Исследование тканеспецифического матрикса на цитотоксичность 52
2.4.4 Исследование функциональных свойств тканеспецифического матрикса 53
2.5 Эксперименты по культивированию островков Лангерганса в различных культуральных системах 53
2.5.1 Культивирование островков Лангерганса в суспензионной культуре (монокультура островков Лангерганса) 53
2.5.2 Культивирование островков Лангерганса с биополимерным коллагенсодержащим матриксом 54
2.5.3 Культивирование островков Лангерганса с биополимерным коллагенсодержащим матриксом и мезенхимальными стромальными клетками костного мозга 54
2.5.4 Культивирование островков Лангерганса с биополимерным коллагенсодержащим матриксом и тканеспецифическим матриксом 56
2.6 Определение жизнеспособности клеток и островков Лангерганса в различных культуральных системах 57
2.7 Морфологическое исследование 57
2.8 Исследование инсулинпродуцирующей функции островков Лангерганса в монокультуре и при культивировании с биополимерным коллагенсодержащим матриксом и тканеспецифическим матриксом 59
2.9 Статистическая обработка данных 61
Глава 3. Результаты и их обсуждение 62
3.1 Выделение островков Лангерганса из поджелудочной железы крысы по модифицированной методике с использованием коллагеназы 62
3.1.1 Морфологическое исследование исходной поджелудочной железы крысы 62
3.1.2 Идентификация, определение жизнеспособности и морфологическое исследование свежевыделенных островков Лангерганса крысы 63
3.2 Сравнительный анализ островков Лангерганса крысы, культивированных в монокультуре и с биополимерным коллагенсодержащим матриксом 65
3.2.1 Результаты культивирования суспензионной культуры (монокультуры) островков Лангерганса крысы 66
3.2.2 Результаты культивирования островков Лангерганса крысы с биополимерным коллагенсодержащим матриксом 68
3.3 Влияние мезенхимальных стромальных клеток костного мозга крысы на островки Лангерганса крысы при их сокультивировании на биополимерном коллагенсодержащем матриксе 69
3.3.1 Культивирование мезенхимальных стромальных клеток костного мозга на биополимерном коллагенсодержащем матриксе 70
3.3.2 Сокультивирование монокультуры островков Лангерганса с монодисперсной суспензией и с монослоем мезенхимальных стромальных клеток костного мозга 71
3.3.3 Сокультивирование островков Лангерганса с мезенхимальными стромальными клетками костного мозга на биополимерном коллагенсодержащем матриксе 73
3.3.4 Жизнеспособность островков Лангерганса, культивированных с биополимерным коллагенсодержащим матриксом 74
3.4 Тканеспецифический матрикс из децеллюляризованной поджелудочной железы крысы 77
3.4.1 Морфологическое исследование тканеспецифического матрикса 77
3.4.2 Исследование иммуногенности тканеспецифического матрикса по содержанию остаточного количества ДНК 80
3.4.3 Цитотоксичность и функциональные свойства тканеспецифического матрикса 81
3.5 Сравнительный анализ жизнеспособности островков Лангерганса при культивировании с биополимерным коллагенсодержащим матриксом и тканеспецифическим матриксом 83
3.6 Сравнительный анализ инсулинпродуцирующей функции островков Лангерганса в монокультуре и при культивировании с биополимерным коллагенсодержащим матриксом и тканеспецифическим матриксом 87
3.7 Экспериментальные модели тканевых эквивалентов поджелудочной железы 91
Заключение 93
Выводы 96
Практические рекомендации 97
Список основных сокращений 98
Список используемой литературы 99
Приложение А. Модифицированная методика выделения островков Лангерганса из поджелудочной железы крысы 121
Приложение Б. Технология получения тканеспецифического мелкодисперсного матрикса из децеллюляризованной ткани поджелудочной железы крысы 132
Приложение В. Лабораторный регламент производства экспериментальных образцов тканевых эквивалентов поджелудочной железы крысы 144
- Инсулинотерапия
- Естественные компоненты внеклеточного матрикса
- Жизнеспособность островков Лангерганса, культивированных с биополимерным коллагенсодержащим матриксом
- Экспериментальные модели тканевых эквивалентов поджелудочной железы
Инсулинотерапия
Открытие инсулина в 1921 г. F. Banting и С. Best [34] и внедрение в клиническую практику инсулинотерапии позволяет сохранить жизнь миллионам больных СД 1. До настоящего времени препараты инсулина кратковременного и пролонгированного действия являются основным терапевтическим средством в лечении СД 1. Однако, экзогенное введение инсулина при повторяющихся эпизодах острой гипергликемии (в произвольно выбранное время суток уровень глюкозы в плазме венозной крови превышает 11,1 ммоль/л) не в состоянии компенсировать функцию ПЖ для предотвращения диабетических осложнений [48, 49]. Применение высокоочищенного рекомбинантного инсулина [50], инсулинового насоса [51], методов трансдермального [52] или транcбуккального [53] введения гормона не спасает пациентов от гипогликемического шока и развития тяжелых осложнений СД, таких как диабетическая ангиопатия и нейропатия [49]. Заместительная инсулинотерапия не восстанавливает физиологическую регуляцию уровня глюкозы в крови [54], вследствие этого продолжительность жизни таких пациентов меньше, чем в целом у населения [55].
Низкая эффективность инсулинотерапии обусловлена тем, что аутоиммунное повреждение -клеток приводит не только к снижению уровня эндогенного инсулина, но также таких биологически активных эндогенных полипептидов с собственными физиологическими эффектами как С-пептид и амилин, секретируемыми -клетками. В норме эти полипептиды циркулируют в крови в типичной для гормонов концентрации. Важная роль С-пептида отмечается в исследованиях на животных с моделью СД и клинических испытаниях у пациентов с СД 1: С-пептид оказывает благоприятное воздействие на ранние стадии диабетической нефропатии, ретинопатии и нейропатии [56]. С-пептид специфически связывается с клеточными мембранами, включая эндотелиальные, почечные и нервные клетки, с последующей активацией внутриклеточного сигнального каскада, приводящего к стимуляции эндотелиальной синтазы оксида азота (eNOS), Na+-K+-АТФазы и экспрессии белков в клетках почечных канальцев.
Снижение активности фермента Na+-K+-АТФазы в периферическом нерве является характерной анамалией при ИЗСД. С-пептид в физиологических концентрациях предотвращает или частично корректирует вызванное диабетом снижение активности Na+-K+-АТФазы в нервной системе [57]. С-пептид стимулирует несколько факторов транскрипции, а также несколько нейротрофических факторов, имеющих важное значение для противовоспалительных, антиоксидантных и цитопротекторных механизмов, которые обеспечивают защиту от вредных эффектов гипергликемии. С-пептид также снижает экспрессию генов циркулирующих иммунных клеток, что приводит к ингибированию экспрессии цитокинов, хемокинов и молекул клеточной адгезии, а также к снижению апоптоза эндотелиальных клеток [58].
Менее изучено действие другого -клеточного пептида-амилина, известного как островковый амилоидный полипептид (IAPP), представляющего собой пептидный гормон из 37 аминокислот и высвобождающегося в ответ на глюкозу, липиды или аргинин. Однако известно, что амилин контролирует пролиферацию -клеток в зависимости от уровня глюкозы; при низких концентрациях глюкозы амилин вызывает пролиферацию островковых -клеток, тогда как при высоких концентрациях глюкозы амилин уменьшает пролиферацию -клеток [59].
Естественные компоненты внеклеточного матрикса
Компоненты ВКМ являются важными составляющими тканевого эквивалента ПЖ, предотвращающим клеточный стресс и сохраняющим жизнеспособность и функцию -клеток. Предполагается, что при наличии компонентов ВКМ в составе матрикса, они будут способны выполнять ряд функций, свойственных ВКМ ПЖ: обеспечивать структурно-механическую поддержку ОЛ, служить резервуаром ростовых факторов, цитокинов, антиоксидантов и передавать через интегрины сигналы островковым клеткам [30].
Наиболее важным по значимости среди компонентов ВКМ является коллаген, самый распространенный белок у млекопитающих, обеспечивающий структурную жесткость и сцепление тканей [25, 140]. В панкреатической ткани широко распространены коллагены I и IV типа, которые не только выполняют поддерживающую, каркасную роль, но и, связываясь рецепторами трансмембранных белков, оказывают влияние на функцию островковых клеток [16, 141]. Так, изолированные островки крысы, культивированные в чашках Петри, покрытых коллагеном I и IV типа, сохраняли жизнеспособность 60% и 89% соответственно. В то же время более 90% ОЛ, культивированных в суспензии, подвергались апоптотической гибели уже через 48 часов. За сутки инкубации островки в чашках Петри, покрытых коллагеном I и IV типа, секретировали инсулина в 4 и 6 раз больше, чем островки, культивированные в стандартных полилизиновых чашках Петри [142]. В работах [29, 143] также показано, что ОЛ, культивированные на коллагенсодержащих матриксах, длительное время после выделения сохраняли жизнеспособность и проявляли секреторную активность. Трансплантация таких ОЛ оказывалась более успешной: островки сохраняли характерную для них архитектонику и отвечали секрецией инсулина при стимуляции глюкозой [30, 141].
В исследовании [118] использовали полимерные сетчатые желатиновые каркасы, изготовленные методом лиофильной сушки, для анализа их способности поддерживать жизнеспособность и функцию островков мыши in vitro. Показано, что каркасы с желатином могут поддерживать ОЛ в течении длительного времени (до 30 дней) по сравнению с полимерными каркасами без желатина.
Ламинин – наиболее распространенный неколлагеновый гликопротеин базальных мембран. Изоформы ламинина (ламинин-332, ламинин-441, ламинин-511) являются основными компонентами базальной мембраны дефинитивной ПЖ, обнаружены в кровеносных сосудах и ацинарных клетках ПЖ. Ламинин распределен внутри и вокруг ОЛ, в переходных экзокринно-эндокринных клетках и во внутриостровковых кровеносных сосудах [144]. Главные функции ламинина определяются его способностью влиять на рост, морфологию и дифференцировку островковых клеток. В целом ламинин играет ключевую роль в эндокринной функции, так как увеличивает выживаемость ОЛ и высвобождение инсулина in vitro [20].
Так, в работе [145] оценивали влияние естественных компонентов ВКМ (в том числе ламинина) на морфологию, адгезию, жизнеспособность, функциональность и экспрессию специфических генов у островков крысы после 7 дней культивирования in vitro. На покрытых ламинином нанофибриллярных поверхностях культивировали ОЛ крысы и наблюдали экспрессию генов Ins1 и Ins2, а также повышенное содержание инсулина в ответ на стимуляцию. Островки мыши и человека культивировали в условиях in vitro на мембранах, покрытых 5-ламинином [146], где они оставались функционально активными в культуре в течение 7-14 дней. Трансплантация 110-150 таких островков мыши уже в течение 3-х суток нормализовала уровень глюкозы у мышей со стрептозотоциновым диабетом. Показано, что ламинин -111способствует избирательному увеличению количества ИПК и сохранению жизнеспособности ОЛ взрослых крыс на протяжении нескольких дней [147].
Фибронектин - один из ключевых белков ВКМ, неколлагеновый гликопротеин, который благодаря своей структуре способствует клеточной адгезии. Фибронектин представлен, в основном, в развивающейся (фетальной) ПЖ и в меньшей степени обнаруживается в зрелой панкреатической ткани. Фибронектин присутствует в кровеносных сосудах и дуктальных (протоковых) клетках фетальной ПЖ. Культивирование ОЛ на субстратах, покрытых фибронектином, увеличивало длительность выживания и функцию островков.Так ОЛ крысы, культивированные на фибронектине (2D культура), демонстрировали высокую выживаемость (85-90%) после 24 часов инкубации и 43% после 7 дней (недельного) культивирования [148]. В работе [149] островки, культивированные на фибронектине и витронектине, секретировали в 3,6 и в 5,4 раза больше инсулина соответственно, чем на БСА-покрытых чашках через 24 часа инкубации. Островки, культивированные на фибронектине, демонстрировали более нормальную морфологию, так как не происходило прочного прикрепления к субстрату и поэтому сохранялась трехмерная структура островков. Островки, культивированные с фибронектином в течение 48 часов, поддерживали более высокую жизнеспособность клеток и базальную концентрацию инсулина по сравнению контрольной группой островков, культивированных в стандартных условиях [150]. У крыс через 2 недели после трансплантации таких островков отмечались более низкий уровень глюкозы и более высокий уровень инсулина. Таким образом, культивирование ОЛ с фибронектином следует использовать для сохранения -клеток in vitro для последующей трансплантации ОЛ, чтобы обеспечить выживаемость островков и пролонгировать их секреторную активность.
Эластин является основным фибриллярным белком - компонентом эластичных волокон в матричной ткани, где обеспечивает упругость, механическую прочность и растяжимость ткани. Эластин также играет роль в клеточной адгезии, миграции клеток и обладает способностью участвовать в организации и биологической передаче сигналов клетки. Распределение эластина в эластичных, а также неэластичных внеклеточных матрицах, осуществляется посредством фибриллина [151]. Каркасы, разработанные на основе коллагена и эластина, позволили продлить жизнеспособность и функцию ОЛ мыши в течение 1 недели [152]. Кроме того, экспрессия генов VEGFA, PDGFB, FGF1, Col3A1, LAMA2, FN1 была значительно превышена у островков, культивированных на каркасе с коллагеном и эластином по сравнению с островками, инкубированными на каркасе только с коллагеном. Также было показано, что изготовленный на основе коллагена и эластина каркас способствует стимулированию неоваскуляризации островкового трансплантата. После четырех недель трансплантации ОЛ на таком каркасе отмечалась усиленная васкуляризация трансплантированных островков. Современные стратегии тканевой инженерии направлены также на использование синтетических эластинсодержащих материалов, а также децеллюляризованной эластинсодержащей ткани [153].
Небелковые составляющие ВКМ, такие как трансмембранные гликопротеины, наряду с белками матрикса, являются существенными компонентами для сохранения ОЛ во время процедуры изоляции и дальнейшего функционирования в постизоляционный период [154]. Трансмембранные гликопротеины в островках представлены гликозаминогликанами (GAG), включая гепаринсульфат, хондроитинсульфат, дерматансульфат и кератансульфат, которые модулируют клеточные взаимоотношения островков с ВКМ и ростовыми факторами. Один или несколько GAG могут связываться с основными белками с образованием протеогликана, формирующим крупные комплексы с другими компонентами матрицы. Нарушения в синтезе GAG могут привести к образованию амилоида островков и клеточной дисфункции [24].
Было показано, что ИПК в ОЛ мыши экспрессировали высокий уровень трансмембранных хондроитинсульфатов, что подтверждает важность этого гликопротеина для выживания изолированных островков [155]. Необходима дальнейшая работа для выяснения взаимодействия гликозамингликанов и гликопротеинов с островковыми клетками. Эти знания могут быть применены к разработке функциональных материалов, пригодных для поддержания функции ОЛ.
Наибольший интерес представляют собой многокомпонентные гидрогелевые матриксы, получаемые из тканей сельскохозяйственных животных и относящихся к биомиметикам ВКМ, обеспечивающие сходное с ВКМ микроокружение для роста клеток [99]. К таким биомиметикам ВКМ относится биодеградируемый микрогетерогенный коллагенсодержащий гидрогель (БМКГ-матрикс) – многокомпонентный продукт из природных соединений [156]. В его состав входят основные компоненты ВКМ мягких тканей животного происхождения (пептиды частично гидролизованного коллагена, гликопротеины и уроновые кислоты), а также биологически активные вещества ВКМ, такие как факторы роста, необходимые для жизнедеятельности клеток и синтеза экзогенных уроновых кислот, протеогликанов и коллагена [157].
Таким образом, биомиметические биорезорбируемые 3D каркасы с компонентами ВКМ представляют собой универсальные платформы для создания ТЭ ПЖ, обеспечивающими жизнедеятельность островковых клеток в процессе формирования биоинженерных эквивалентов эндокринной ткани и последующей их имплантацией [43]. Функциональность биоинженерных эквивалентов эндокринной ткани ПЖ in vitro напрямую связана с сохранностью и пролонгированным выживанием ОЛ, входящих в ее состав, что, в конечном итоге, имеет решающее значение для функциональной эффективности ТЭ ПЖ in vivo [30, 89].
Жизнеспособность островков Лангерганса, культивированных с биополимерным коллагенсодержащим матриксом
Островки, культивируемые с БМКГ матриксом (культуральный флакон 1, контроль I), преимущественно не теряли своей трехмерной структуры, сохраняя в целом первоначальные внешние характеристики, и не обнаруживали признаков деградации в течение всего периода наблюдения (10 суток). Уже на вторые сутки инкубации обнаруживалось, что значительная часть изолированных островков проявляла адгезивные свойства и прикреплялась к поверхности БМКГ матрикса (Рисунок 20), тогда как остальные островки оставались флотирующими.
Флуоресцентное окрашивание акридиновым оранжевым и пропидиум иодидом, проведенное на сроках 1, 6 и 10 суток инкубации подтвердило жизнеспособность островков, культивируемых с БМКГ матриксом. В люминесцентном микроскопе наблюдались островки, окрашенные полностью (высокая степень жизнеспособности), частично (низкая степень жизнеспособности) и неокрашенные (погибшие островки). При подсчете ОЛ учитывали наличие позитивного окрашивания в целом. Через 24 часа инкубации отмечалась практически 100% сохранность ОЛ (Рисунок 21А). На шестые сутки наметилось снижение числа жизнеспособных островков примерно на 15-20% (Рисунок 21Б). На 10-е сутки культивирования позитивное окрашивание наблюдалось в большинстве сохранившихся к этому сроку островков (69,0%), при этом островки с высокой степенью жизнеспособности составили 17,0% (Рисунок 21В). А
В результате проведенных экспериментов по сокультивированию изолированных ОЛ с МСК КМ (как с монодисперсной взвесью, так и с монослоем) не было выявлено позитивного влияния МСК на жизнеспособность панкреатических островков. Этот результат для нас явился неожиданным, поскольку в научной литературе имеются сообщения о положительном влиянии МСК на выживаемость изолированных островков in vitro. Так, МСК оказывают противовоспалительное, иммуномодулирующее и антиапоптотическое действие, а также стимулируют васкуляризацию путем секреции факторов роста, секретируют множество цитокинов, которые модулируют внутриклеточную сигнализацию [89, 158, 163]. Объяснение наблюдаемого нами феномена, вероятно, требует дополнительного изучения. В то же время было подтверждено (см. п. 3.2.2), что культивирование изолированных ОЛ крысы с БМКГ матриксом – биомиметиком ВКМ способствует сохранению жизнеспособности и характерной структуры ОЛ in vitro в течение 10 суток [183].
Экспериментальные модели тканевых эквивалентов поджелудочной железы
Совокупность полученных результатов дает основание нам назвать культуральные системы ОЛ с БМКГ матриксом и ДПЖ матриксом экспериментальными моделями тканевых эквивалентов эндокринного отдела поджелудочной железы (ТЭ ПЖ).
Клеточной компонентой предлагаемых ТЭ ПЖ является монокультура ОЛ, выделенная по разработанной модифицированной коллагеназной методике (см. Приложение А «Модифицированная методика выделения островков Лангерганса из поджелудочной железы крысы»).
В качестве матриксов для ТЭ ПЖ были выбраны биополимерный и тканеспецифический миметики ВКМ:
- биополимерный микрогетерогенный коллагенсодержащий гидрогель (БМКГ матрикс), использовали инъекционную форму БМКГ из линейного ряда продуктов «Композиция гетерогенного имплантируемого геля» (торговый знак «СфероГЕЛЬ», производитель АО «БИОМИР сервис», Россия, г. Краснознаменск, № ФСР 2012/13033 от 01.02.2012 г).
- тканеспецифический матрикс из децеллюляризованной ткани ПЖ крысы (ДПЖ матрикс), технология получения которого изложена в Приложении Б «Технология получения тканеспецифического мелкодисперсного матрикса из децеллюляризованной ткани поджелудочной железы крысы».
Предложенная технология изготовления образцов экспериментальных моделей ТЭ ПЖ с необходимым комплексом методов оценки их биосовместимых и функциональных свойств подробно изложена в Приложении В «Лабораторный регламент производства экспериментальных образцов тканевых эквивалентов поджелудочной железы крысы».
Монокультуру ОЛ вносили в матриксы в виде суспензии в количестве 200 островков на 1,0 мл среды DMEM/F12 (1:1), содержащей глюкозу (1,0 г/л), 10% эмбриональную телячью сыворотку, 2 мМ L-глутамина, 1 М Hepes и 80 мкг/мл гентамицина на вторые сутки культивирования.
Срок хранения и годности лабораторных образцов ТЭ ПЖ для регенерации или временной замены поврежденной поджелудочной железы не более 48 часов в интервале температуры от +4С до +8С и относительной влажности 30-50%. В исследованных экспериментальных моделях ТЭ ПЖ наблюдали не только лучшую сохранность ОЛ по сравнению с инкубацией монокультуры ОЛ в стандартных условиях, но и пролонгирование их секреторной способности и функциональной активности в течение 10 суток.
Однако следует отметить значительно меньшие трудоемкость и время, необходимые для создания ТЭ ПЖ на основе БМКГ матрикса.
Полученные нами показатели жизнеспособности и функциональной активности ОЛ в составе ТЭ ПЖ (см. разделы 3.5 и 3.6) сравнивали с данными аналогичных исследований, опубликованными в научной литературе: [43] – исследования с биополимерными коллагенсодержащими матриксами и [138] – исследования с матриксом из децеллюляризованной ПЖ. Функциональную активность выражали через индекс стимуляции: соотношение концентрации инсулина под нагрузкой глюкозы к базальной концентрации инсулина. Наши результаты оказались сопоставимы с данными некоторых аналогичных работ, а по сравнению с отдельными исследованиями превосходят их. Так, жизнеспособность ОЛ человека, культивированных в коллагенсодержащих микрокапсулах [141] на 6-е сутки инкубации составила 78,3% ± 1,6% по сравнению с 85% жизнеспособности ОЛ крысы, культивированных с БМКГ матриксом, на этом же сроке. Жизнеспособность ОЛ крысы, культивированных с децеллюляризованной ПЖ крысы по данным Napierala H. [19] уже на 1-е сутки инкубации составила 81,96%-84,5%, а индекс стимуляции - 1,2, тогда как в нашем исследовании на этом сроке наблюдалась практически 100% сохранность жизнеспособных ОЛ крысы, культивированных с ДПЖ матриксом, с индексом стимуляции 1,5. В работе Peloso A. [46] было показано, что индексы стимуляции ОЛ человека, культивированных в монокультуре, и ОЛ, культивированных с ДПЖ каркасом, были практически одинаковыми, то есть позитивного влияния тканеспецифического матрикса на функциональную активность ОЛ не было выявлено. Следует отметить, что в указанных работах исследования проводили с использованием тканеспецифического матрикса, полученного в результате децеллюляризации целой ПЖ, тогда как в нашей работе ДПЖ матрикс получали из мелких фрагментов панкреатической ткани.