Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 14-39
1.1. Сахарный диабет 14
1.2. Гипоталамо-гипофизарная система эндокринной регуляции 14-34
1.2.1. Гипоталамо-гипофизарно-тиреоидная ось.
Общие закономерности 16-19
1.2.2. ГГТ ось при сахарном диабете 19-23
1.2.3. Функциональное состояние ГГТ оси в условиях экспериментального сахарного диабета 23-27
1.2.4. Гипоталамо-гипофизарно-гонадная ось. Общие закономерности 27-29
1.2.5. ГГГ ось при сахарном диабете 29-31
1.2.6. Функциональное состояние ГГГ оси в условиях экспериментального сахарного диабета 31- 1.3. Интраназальный способ введения инсулина 34-36
1.4. Аденилатциклазная сигнальная система 36-39
ГЛАВА 2. Материалы и методы 40-55
2.1. Экспериментальные модели диабета 40-43
2.1.1. Краткосрочная стрептозотоциновая модель острого СД1 на самцах крыс продолжительностью 30 суток 40-41
2.1.2. Долговременная модель «мягкого» стрептозотоцинового СД1 на самцах крыс продолжительностью 7 месяцев 41-42
2.1.3. Неонатальная модель СД2 на самцах крыс продолжительностью 3, 8 и 18 месяцев 43
2.2. Оценка развития диабета 44
2.2.1. Определение содержания глюкозы в крови 44
2.2.2. Определение сахара в моче 44
2.2.3. Тест на толерантность к глюкозе 44
2.3. Определение содержания гормонов в сыворотке крови крыс 44-50
2.3.1. Определение уровня инсулина 47
2.3.2. Определение уровня ТТГ 48
2.3.3. Определение уровня тиреоидных гормонов 48-49
2.3.4. Определение уровня общего тестостерона 49
2.4. Тест с нагрузкой тиролиберином 50
2.5. Тест с нагрузкой люлиберином 50-51
2.6. Химические реактивы 51
2.7. Выделение фракций частично очищенных плазматических мембран 51-52
2.8. Определение содержания белка 52-53
2.9. Определение активности аденилатциклазы 2.10. Определение ГТФ-связывания G-белков 54-55
2.11. Cтатистическая обработка полученных результатов 55
ГЛАВА 3. Результаты 56-106
3.1. Характеристика моделей сахарного диабета 56-61
3.1.1. Краткосрочная стрептозотоциновая модель острого СД1 на самцах крыс продолжительностью 30 суток 56-57
3.1.2. Пролонгированная стрептозотоциновая модель «мягкого» СД1 на самцах крыс продолжительностью 7 месяцев 58-59
3.1.3. Неонатальная модель СД2 на самцах крыс продолжительностью 18 месяцев 59-61
3.2. Нарушения в гипоталамо-гипофизарно-тиреоидной оси 62-76
3.2.1. Сравнительное изучение функционального состояния ГГТ оси у крыс с острым и «мягким» СД1 62-64
3.2.2. Изучение ответа щитовидной железы крыс с острым и «мягким» СД1 на нагрузку тиролиберином 64-66
3.2.3. Функциональное состояние АЦСС в щитовидной железе крыс с острым и «мягким» СД1 66-68
3.2.4. Чувствительность АЦСС в щитовидной железе крыс с острым и «мягким» СД1 к гормональным воздействиям 68-72
3.2.5. Функциональная активность АЦСС в щитовидной железе самцов крыс с неонатальным диабетом 2-го типа 72-75
3.3. Влияние интраназального введения инсулина на функциональное состояние щитовидной железы у крыс с острым и «мягким» СД1... 76-84
3.3.1. Влияние обработки различными дозами ИИ на массу тела и уровень глюкозы у крыс с острой и пролонгированной моделями СД1 76-78
3.3.2. Влияние введения ИИ на уровень тиреоидных гормонов у крыс с острой моделью СД1 79-82
3.3.3. Влияние введения ИИ на уровень тиреоидных гормонов у крыс с пролонгированной моделью СД1 82-84
3.4. Нарушения в гипоталамо-гипофизарно-гонадной оси 85-106
3.4.1. Суточная динамика изменения уровня тестостерона у здоровых животных и его регуляция люлиберином 85-86
3.4.2. Уровень тестостерона и регуляция ГГГ системы люлиберином у крыс с 30-ти суточной моделью острого СД1 87-89
3.4.3. Активность АЦСС в семенниках крыс с моделью острого СД1 89-93
3.4.4. Функциональная активность АЦСС в семенниках крыс с «мягким» пролонгированным СД1 93-94
3.4.5. Влияние обработки ИИ на функциональную активность АЦСС в семенниках крыс с пролонгированным 210-суточным
«мягким» СД1 94-97
3.4.6. Исследование суточной динамики уровня тестостерона у самцов крыс с неонатальным СД и оценка функциональной активности ГГГ оси с помощью нагрузки люлиберином 98-100
3.4.7. Изучение изменений функциональной активности АЦСС в семенниках самцов крыс с различной продолжительностью неонатальной модели СД2 101-103
3.4.8. Гормональная чувствительность АЦСС в семенниках самцов крыс с различной продолжительностью неонатальной модели СД2 103-106
ГЛАВА 4. Обсуждение 107-125
4.1. Изменение тиреоидного статуса и функциональной активности АЦСС в щитовидной железе крыс с острым и пролонгированным («мягким») СД1, а также с неонатальным СД2 107-114
4.2. Влияние интраназального инсулина на функциональную активность щитовидной железы в условиях диабетической патологии 114-119
4.3. Влияние экспериментального СД на функциональный статус гипоталамо-гипофизарно-гонадной системы и активность чувствительной к гонадотропинам АЦСС в тестикулярной ткани.. 119-125
Выводы 126-127
Список литературы
- Функциональное состояние ГГТ оси в условиях экспериментального сахарного диабета
- Неонатальная модель СД2 на самцах крыс продолжительностью 3, 8 и 18 месяцев
- Краткосрочная стрептозотоциновая модель острого СД1 на самцах крыс продолжительностью 30 суток
- Влияние интраназального инсулина на функциональную активность щитовидной железы в условиях диабетической патологии
Функциональное состояние ГГТ оси в условиях экспериментального сахарного диабета
Так у диабетических пациентов с гипотиреозом снижаются скорость продукции глюкозы в печени и потребность в инсулине [41]. У больных СД1 с гипотиреозом наблюдались более частые эпизоды гипогликемии по сравнению с эутиреоидными больными СД, и при заместительной терапии тиреоидными гормонами эти эпизоды становятся более редкими и менее выраженными [42]. Имеются доказательства того, что как клинический, так и субклинический гипотиреоз являются инсулинрезистентными состояниями [43-45]. Исследования in vivo и in vitro показали, что это результат ухудшения стимулируемой инсулином утилизации глюкозы в периферических тканях [43, 44, 46, 47]. Показано, что гипотиреоз является фактором риска при метаболическом синдроме [26]. Более того у больных СД2 с субклиническим гипотиреозом увеличен риск развития нефропатии [20]. Это можно объяснить уменьшением минутного сердечного выброса и увеличением общего периферического сопротивления сосудов, которые наблюдаются при гипотиреозе, что ведет к уменьшению почечного кровообращения и скорости клубочковой фильтрации [48]. Лечение гипотиреоза у диабетических больных восстанавливает почечную функцию [49]. При изучении случаев ретинопатии у пациентов с СД1 было показано, что при наличии субклинического гипотиреоза ретинопатия встречается чаще, чем у эутироидных диабетических больных [50]. Следует отметить тесную взаимосвязь между нефропатией, ретинопатией, нейропатией, сердечно-сосудистыми заболеваниями и состоянием тиреоидной системы у диабетических пациентов. Вследствие этого выявление заболеваний ЩЖ у больных СД является одной из актуальных задач клинической эндокринологии, и предусматривает скрининг диабетических пациентов на скрытый гипотиреоз и его своевременную коррекцию. Эутиреоидных пациентов с СД1 без дисфункций со стороны ЩЖ, рекомендуется ежегодно обследовать на содержание ТТГ, эутиреоидных пациентов с СД2 — ежегодно в том случае, когда уровень ТТГ выше 2 мкЕд/мл или отмечается положительная реакция на анти-ТПО, или каждые 3–5 лет, если уровень ТТГ ниже 2 мкЕд/мл и отсутствуют антитела к тиреопероксидазе [19]. Наряду с этим, для изучения взаимосвязи между СД и дисфункциями ЩЖ и поиска эффективных путей для их коррекции необходимы модели СД на животных, соответствующие по гормональным показателям СД человека.
Основные результаты о функционировании ГГТ оси при СД1 были получены на животных с моделями аллоксанового и стрептозотоцинового (СТЗ) СД, для которых характерны ярко выраженная гипергликемия и острый дефицит инсулина [51-55]. У животных с СД1 отмечали широкий спектр нарушений функций ЩЖ и ГГТ оси, но механизмы этих нарушений и их соответствие таковым при СД1 человека до сих пор не выяснены.
Показано, что при СД1 ослабляется функциональная активность гипоталамуса, что ведет к снижению секреции ТТГ гипофизом и приводит к гипофункции ЩЖ. Так через 72 ч после инъекции СТЗ у крыс Sprague-Dawley в сравнении с контролем значительно снижался уровень Т4, Т3 и ТТГ [56]. Снижение уровня ТТГ было вызвано снижением на 46 % уровня циркулирующего в крови ТРГ. У крыс линии Wistar с СД1, наряду со снижением уровней Т3, Т4 и ТТГ, было значительно снижено содержание иммунореактивного ТРГ в гипоталамусе (прогормона ТРГ) спустя 2 и 4 недели после инъекции СТЗ. Снижен был и ответ ГГТ оси на стимуляцию холодом (4 С), что приводило к снижению концентрации иммунореактивного ТРГ и ТТГ в плазме крови диабетических крыс [53].
Ряд ученых показали, что уменьшение уровня ТРГ у крыс с СД1 связано со снижением секреции ТРГ, а не с уменьшением его абсолютного содержания [57, 58]. В условиях in vitro было показано, что базальная секреция иммунореактивного ТРГ в медио-базальном гипоталамусе значительно снижена у крыс Sprague-Dawley через месяц после индукции СД1 [55, 57]. Другими исследователями было показано, что, несмотря на нормальное содержание ТРГ в гипоталамусе диабетических крыс линии Wistar, секреция ТРГ у них была значительно снижена [58].
Некоторые исследователи устанавливают связи между морфологическими изменениями в гипоталамусе крыс с СД1 и снижением секреции ТРГ гипоталамусом [58, 59]. Используя световую и электронную микроскопию, они показали, что у крыс с СД1 значительно увеличивается накопление гликогена в телах (перикарионах) нейронов, таницитах и глиальных клетках вокруг аркуатных ядер гипоталамуса, в особенности в его базальной области. Нейроны в аркуатных ядрах диабетических крыс имели фрагментированный эндоплазматический ретикулум, в них отсутствовали некоторые органеллы, очертания ядер и клеток были неравномерны, что указывает на повреждение клеток. Танициты были гипертрофированы. Ультраструктурные исследования показали, что танициты утрачивали апикальные процессы, имели уменьшенное число органелл, и увеличенное отношение ядер к цитоплазме [55]. Согласно исследованиям, ТРГ высвобождается нейронами из области срединного дугообразного возвышения. Активность этих нейронов зависит от интактных взаимодействий с передним гипоталамусом. Следовательно, ультраструктурные изменения вокруг аркуатных ядер в мозге диабетических крыс могут быть ответственны за уменьшение секреции ТРГ [60].
Нейрохимические основы изменений секреции ТРГ у диабетических крыс изучены недостаточно. Эксперименты на контрольных крысах указывают на то, что активация серотонинергической системы может приводить к ингибированию секреции ТТГ, преимущественно за счет центрального ингибирования высвобождения ТРГ. В пользу этого свидетельствует обнаружение обратной зависимости между уровнем серотонина и содержанием ТРГ в гипоталамусе [61].
Ряд авторов указывают на ослабление функции гипофиза в условиях диабетической патологии, что приводит к уменьшению секреции ТТГ. Методом обратного локального гемолиза in vitro было показано, что секреция ТТГ в тиротрофах диабетических крыс существенно снижается по сравнению со здоровыми животными [62]. В условиях in vitro было показано, что в тиротрофах гипофиза крыс Sprague-Dawley с СД1 базальная секреция ТТГ была значительно снижена по сравнению с тиротрофами, изолированными из гипофиза контрольных крыс [63]. Внутриклеточное содержание ТТГ в тиротрофах крыс с СД1 было снижено на 45 % по сравнению с контролем, и индуцированная ТРГ секреция ТТГ в тиротрофах диабетических крыс была на 30 % ниже по сравнению с тиротрофами контрольных животных. У крыс со стрептозотоциновой моделью острого СД1, уровни ТТГ, Т4 и Т3 в плазме были снижены. Гипофиз у диабетических животных был значительно легче по сравнению со здоровыми животными. Более того, количество тиротрофов II типа, которые в наибольшей степени связывают ТТГ, превышало таковое тиротрофов I типа, а соотношение тиротрофов было противоположным их соотношению в контроле [57].
Неонатальная модель СД2 на самцах крыс продолжительностью 3, 8 и 18 месяцев
«Сэндвич» метод ИФА используется для определения крупных антигенов, содержащих, по крайней мере, две антигенных детерминанаты (эпитопа). В наборах, принцип работы которых основан на этой методике, используют два моноклональных антитела с различной эпитопной специфичностью к исследуемому гормону. В лунках полистиролового планшета с пришитыми специфичными антителами, при добавлении исследуемого образца и конъюгата анти-гормон-пероксидаза, во время инкубации одновременно происходит иммобилизация исследуемого гормона, содержащегося в опытном образце, и связывание его с конъюгатом. При удалении содержимого из лунок и промывке происходит удаление избытка конъюгата анти-гормон-пероксидаза, не связавшегося с иммобилизованным в ходе инкубации гормоном. Количество связавшегося конъюгата прямо пропорционально количеству гормона в исследуемом образце. Во время инкубации с раствором тетраметилбензидина происходит окрашивание раствора в лунках. Степень окраски прямо пропорциональна концентрации гормона в анализируемых пробах. После измерения оптической плотности раствора в лунках на основании калибровочного графика рассчитывается концентрация исследуемого гормона в определяемых образцах.
Тестостерон, общий Т4, свободный Т4, общий Т3 определяли с помощью конкурентного инммуноферментного анализа. При помощи этого метода определяют антигены небольшой молекулярной массы с единственным эпитопом.
Принцип работы набора для конкурентного твердофазного иммуноферментного анализа (рис. 2.2) состоит в следующем: в лунках, при добавлении исследуемого образца и конъюгата гормон-пероксидаза, во время инкубации устанавливается равновесие между конъюгатом и эндогенным гормоном сыворотки крови в процессе связывания с антителами, иммобилизованными на внутренней поверхности лунок полистиролового планшета. При удалении содержимого из лунок происходит разделение свободного и связанного антителами гормона и конъюгата гормон-пероксидаза, причем количество связанного антителами конъюгата обратно пропорционально количеству исследуемого гормона в образце сыворотки крови.
Во время инкубации с раствором субстрата на основе 3,3 ,5,5 -тетраметилбензидина с добавлением перекиси водорода происходит окрашивание раствора в лунках. Степень окраски прямо пропорциональна количеству связанного антителами конъюгата гормон-пероксидаза и обратно пропорциональна концентрации исследуемого гормона, содержащегося в анализируемом образце. После измерения оптической плотности раствора в лунках с помощью планшетного спектрофотометра при длине волны 450 нм на основании калибровочного графика рассчитывается концентрация гормона в определяемых образцах.
. Определение уровня инсулина Определение уровня инсулина у крыс проводили с помощью набора для иммуноферментного анализа Rat Insulin ELISA («Mercodia AB», Швеция) в соответствии с протоколом исследования. Калибровочные пробы и исследуемые сыворотки крови вносились в дубликатах. Оптическую плотность в лунках планшета измеряли с помощью планшетного спектрофотометра Anthos 2020 («Biochrom», Великобритания) на длине волны 450 нм. Расчет концетраций инсулина в пробах (нг/мл) проводили по калибровочной кривой, которую строили в логарифмических координатах (рис. 2.3). Данные представлены в виде среднего значения для каждой пробы.
Типичная калибровочная кривая для расчета концетрации инсулина. По вертикали: десятичный логарифм оптической плотности, по горизонтали: десятичный логарифм концентрации инсулина (нг/мл), проведена линейная аппроксимация. 2.3.2. Определение уровня ТТГ
Определение уровня ТТГ у крыс проводили с помощью набора для иммуноферментного анализа Rat Thyroid Stimulating Hormone , TSH ELISA Kit («Cusabio Biotech. Co.», Ltd, Wuhan, Китай) в соответствии с протоколом исследования. Калибровочные пробы и исследуемые сыворотки крови вносились в дубликатах. Оптическую плотность в лунках планшета измеряли с помощью планшетного спектрофотометра Anthos 2020 («Biochrom», Великобритания) на длине волны 450 нм. Калибровочная кривая состояла из 6 проб с концентрациями крысиного ТТГ соответственно: 0.6, 1.2, 3, 6, 12, 24 мкЕд/мл. Расчет концетраций ТТГ в пробах (мкМЕ/мл) проводили с помощью программы «Curve Expert 1.3», согласно рекомендации производителя набора (http://www.cusabio.com). Данные представлены в виде среднего значения для каждой пробы.
Определение уровня тиреоидных гормонов (общего Т3, общего Т4, свободного Т4) проводили с помощью наборов «ИФА-ТТ3-1», «ИФА-ТТ4-1», «ИФА-СвТ4-1» ЗАО «НВО Иммунотех» (Россия) в соответствии с протоколами исследования. Калибровочные пробы, контрольная сыворотка и исследуемые пробы вносились в дубликатах. Оптическую плотность в лунках планшета измеряли с помощью планшетного спектрофотометра Anthos 2020 («Biochrom», Великобритания) на длине волны 450 нм.
Для наборов фирмы ЗАО «НВО Иммунотех» (Россия) расчет исследуемого гормона в пробах проводили с помощью кусочно-линейного метода аппроксимации. Данные для каждой пробы представлены в виде среднего значения.
Краткосрочная стрептозотоциновая модель острого СД1 на самцах крыс продолжительностью 30 суток
Динамика изменения концентрации тестостерона в сыворотке крови контрольных и диабетических крыс в течение 5 дневных часов (с 11.00 до 16.00). - различия между концентрацией тестостерона в плазме крови контрольных и диабетических крыс достоверны при p 0.05; # - различия между концентрациями гормона в плазме крови двух групп диабетических крыс достоверны при p 0.05.
Изучение суточной динамики изменения тестостерона у диабетических животных позволяет разбить их на две группы – оД/1 и оД/2. В первой группе крыс (оД/1, п = 3) сохранялась нормальная суточная динамика изменения уровня тестостерона (нисходящая кривая с утренним максимумом), в то время как во второй группе (оД/2, п = 5) концентрация тестостерона изначально была очень низкой (5-7 нмоль/л), а утренний максимум отсутствовал (рис. 3.6). При этом положительной корреляции между суточной динамикой изменения концентрации тестостерона и уровнем глюкозы в крови диабетических животных выявлено не было. При этом в группе оД/1 значение AUC(11.00-16.00) было равно 44±10, что достоверно ниже, чем в контроле, где это значение составило 84+13. В то же время значение AUC(11.00-16.00) для группы оД/1 достоверно превышало таковое в группе оД/2, где AUC(11.00-16.00) для кривой концентрации тестостерона составил 20+1. Значение AUCQ 1.00-16.00) для объединенной диабетической группы (оД/1+оД/2, п=8) составило 32+15, что на 62 % меньше, чем в контроле.
Для изучения чувствительности ГГГ оси крыс с острым СД1 к люлиберину изучали влияние интраназально введенного рилизинг-фактора ЛГ на уровень тестостерона, и сравнивали с соответствующими показателями в контрольной группе (рис. 3.7). Было показано, что повышение уровня тестостерона в ответ на люлиберин у крыс с моделью острого СД1 существенно слабее, чем в контроле. Здесь также можно было наблюдать два сценария влияния люлиберина на уровень тестостерона. В первой группе животных наблюдали типичный, хотя и менее выраженный пик гормона после обработки животных люлиберином, в то время как во второй группе первоначальный пик полностью отсутствовал и лишь в 16.00 наблюдали повышение уровня тестостерона (рис.3.7). оК30+Л оД30-1+Л оД30-2+Л
Динамика изменения концентрации тестостерона в сыворотке крови контрольных и диабетических крыс при интраназальном введении люлиберина в течение 5 дневных часов (с 11.00 до 16.00). - различия между концентрацией тестостерона в плазме крови контрольных и диабетических крыс достоверны при p 0.05; # - различия между концентрациями гормона в плазме крови двух групп диабетических крыс достоверны при p 0.05.
Полученные данные свидетельствуют о снижении уровня тестостерона и ослаблении ответа ГГГ оси на введение люлиберина у крыс с 30-ти суточным острым СД1, и, вместе с тем указывают на то, что нарушения в ГГГ оси в условиях острого СД1 очень индивидуальны и определяются тонкими компенсаторными механизмами, направленными на восстановление функций репродуктивной системы в условиях диабетической патологии.
Активность АЦСС в семенниках крыс с моделью острого СД1 Исследования проводили на группе самцов с 30-ти суточным острым СД1, показавшей в тесте в нагрузкой люлиберином наличие выраженной гипоандрогенемии. Показано, что базальная активность АЦ в семенниках крыс с острым СД1 снижается на 44 % в сравнении с контрольной группой. В семенниках диабетических крыс ослаблялся стимулирующий АЦ эффект GppNHp, негидролизуемого аналога ГТФ, который непосредственно взаимодействует с Gs-белком, и отчетливо снижался базальный уровень ГТФ-связывания, что указывает на ослабление функциональной активности G-белков и их частичном выключении из сигнальной трансдукции. Наблюдали также снижение АЦ эффекта дитерпена форсколина, который является аллостерическим регулятором каталитического сайта АЦ (табл. 3.16). Важно отметить, что в большинстве тканей в условиях острого СД1 базальная активность АЦ и ее стимуляция форсколином практически не меняются, что свидетельствует об устойчивости каталитического компонента АЦСС, фермента АЦ, к негативному влиянию диабетической патологии. Выявленное нами ослабление функций АЦСС в семенниках крыс с СД1 свидетельствует о высокой лабильности репродуктивной системы в условиях метаболических нарушений, характерных для СД1.
Влияние интраназального инсулина на функциональную активность щитовидной железы в условиях диабетической патологии
Более значительные изменения функциональной активности АЦСС семенников наблюдали и в случае крыс с длительной неонатальной моделью СД2, причем здесь также наблюдали изменения не только регуляции АЦ гормонами и GppNHp, но также и значительное снижение базальной и стимулированной форсколином активности фермента.
Снижение стимулирующего АЦ эффекта ХГЧ в семенниках диабетических животных является одним из важнейших факторов, который приводит к ослаблению регуляторного действия гонадотропинов на синтез и секрецию тестостерона клетками Лейдига, но и по механизму обратной связи вызывает повышение уровня ЛГ в крови, что является основным фактором, «разгоняющим» резистентность репродуктивных тканей к гонадотропинам. Так при СД1 обычно наблюдается значительное повышение уровня гонадотропинов при нормальном или сниженном уровне андрогенов [81]. У мужчин с СД2, для которых характерно снижение андрогенов и нарушение репродуктивных функций, уровень гонадотропинов обычно близок к норме или повышен [80]. Отсутствие положительной корреляции между уровнем гонадотропинов и уровнем андрогенов является типичным для различным форм гипогонадизма, который с высокой частотой диагностируется у мужчин с СД1 и СД2 [82-84].
Причинами снижения функций АЦСС могут быть как изменения функций Gs-белков, которые опосредуют сопряжение рецептора ЛГ с АЦ [148], так и изменение функциональной активности самого рецептора. В пользу снижения функции рецепторов гонадотропинов свидетельствует обнаружение дефектов в гликозилировании рецептора ЛГ при СД [95]. Предполагается, что первопричиной этого является инсулиновая недостаточность, поскольку обработка диабетических животных инсулином полностью восстанавливает функции рецепторов. Однако не исключено, что определенную роль в развитии резистентности рецепторов гонадотропинов к гормонам могут играть и значительные колебания уровня глюкозы, характерные для различных форм СД и возникающие при его лечении дозами инсулина, существенно превышающими физиологические.
В случае изучения неонатальной модели СД2 с различной продолжительностью было отмечено снижение чувствительности семенников к ХГЧ с повышением возраста экспериментальных животных. При этом уровень нарушений при СД2 был намного более выражен. Сходная картина наблюдается и у пациентов с длительно текущим СД, у которых повышение уровня гонадотропинов сопровождается снижением уровня стероидных гормонов, что ведет к развитию первичного гипогонадизма [86]. Это связано с тем, что у мужчин с возрастом уровень гонадотропинов повышается, что по принципу отрицательной обратной связи вызывает ослабление чувствительности к ним тестикулярной ткани и ведет к снижению содержания общего, свободного и связанного тестостерона и нарушению репродуктивных функций [85].
Необходимо подчеркнуть, что в семенниках крыс с пролонгированным СД1 продолжительностью 210 суток и с длительно текущим неонатальным СД2 подавлены ингибирующие АЦ эффекты пептидного гормона соматостатина. Это может быть связано со значительным снижением экспрессии и функциональной активности соматостатиновых рецепторов и сопряженных с ними Gi-белков. Данные по экспрессии соматостатиновых рецепторов в репродуктивных тканях в условиях СД1 и СД2 отсутствуют. В отношении Gi-белков имеется информация о том, что в мембранах, выделенных из предстательной железы крыс со стрептозотоциновым СД1, снижена экспрессия Gs-, Gi1-, Gi2-, Gi3- и Go-субъединиц, что указывает на ослабление как цАМФ-зависимых, так и ряда других внутриклеточных сигнальных каскадов [188]. Наряду с этим снижена стимулированная форсколином и изопротеренолом активность АЦ, а также плотность -адренергических рецепторов, мишеней изопротеренола.
Следовательно, при СД1 в предстательной железе нарушены все три основных звена АЦСС – рецептор, G-белок и фермент АЦ. Имеются данные о том, что в семенных пузырьках диабетических крыс ослаблены функции Gs- и Gi-белков, а также стимулирующий АЦ эффект вазоактивного кишечного пептида, который функционально и структурно близок PACAP-38 [148]. Таким образом, полученные нами и другими авторами данные указывают на то, что патологические изменения, возникающие при различных моделях СД1 и СД2, оказывают значительное влияние на функционирование АЦСС в репродуктивных органах и тканях, что необходимо учитывать при прогнозировании, мониторинге и лечении заболеваний репродуктивной системы при СД.
Нами впервые показано, что длительная, 15-недельная терапия крыс с пролонгированным «мягким» СД1 с помощью ИИ (в суточной дозе 0.5 ЕД на крысу) приводит к восстановлению чувствительности АЦСС семенников к ХГЧ. Повышение чувствительности АЦCC семенников к гонадотропинам при лечении диабетических животных ИИ, указывает на то, что нарушения в периферических компонентах ГГГ оси, являются результатом нарушения центральных механизмов регуляции, которые находятся под контролем инсулиновой сигнальной системы, функции которой нарушаются в условиях характерного для СД1 инсулинового дефицита. На тесную взаимосвязь между инсулиновой сигнальной системой мозга и функциональным состоянием репродуктивной системы указывают данные о влиянии экспрессии и активности рецепторов инсулина в мозге на секрецию гонадотропинов гипофизом и чувствительность к ним генеративных тканей [78]. У трансгенных мышей, лишенных функционально активного инсулинового рецептора в ЦНС, заметно снижен уровень ЛГ и число клеток Лейдига, являющихся мишенями его действия. Следует также отметить, что подкожное введение инсулина (инъекционная форма) приводит к значительному восстановлению уровня гонадотропинов у диабетических животных и их репродуктивных функций [189].
