Содержание к диссертации
Введение
Обзор литературы 11
1. Синтез оксида азота в норме и патологии 11
1.1. История открытия N0 и «новая» роль нитратов 11
1.2. N0 и его оксиды 14
1.3. Транспорт и хранение N0 15
1.4. Синтез оксида азота NO-синтазами 16
1.4.1. NO-Синтазы 16
1.3.2. Изоформы NOS 17
1.4.3. Строение NOS 18
1.4.4. Механизм активации NOS 19
1.4.5. - Регуляция активности NOS 22
1.5. Роль N0 в развитии сосудистой патологии 23
1.5.1. Протекторная роль eNOS. 24
1.5.2. Нейротоксичность nNOS и iNOS. 25
2. Синтез N0 другими ферментами 28
3. Гипоксия 34
3.1. Патологические нарушения при гипоксии. 35
3.1.1. Патобиохимические процессы при гипоксии. 35
3.2. Виды гипоксии 37
3.3. Компенсаторно-припособительные и адаптационные изменения во время гипоксии 44
3.3.1. Компенсаторно-припособительные изменения во время гипоксии 45
3.3.1.1. Частота дыхания и кислородные сенсоры 45
3.3.1.2. Изменения в сердечно-сосудистой системе во время гипоксии 47
3.3.2. Механизмы адаптации к гипоксии 47
3.3.2.1. Механизмы адаптации к гипоксии в наиболее реактивных системах 47
3.3.2.2. Адаптация к гипоксии на клеточном уровне 52
Материалы и методы исследования 57
1. Содержание животных 57
2. Моделирование нарушений мозгового кровообращения геморрагического типа, вызванных звуковым стрессом у крыс линии Крушинского-Молодкиной (КМ) 57
3. Адаптация крыс к гипоксии 59
3.1. Гипоксическое прекондиционирование в гипобарическом режиме (гипобарическая гипоксия) 60
3.1.1. Прерывистая гипобарическая гипоксия 60
3.1.2. Импульсное гипобарическое прекондиционирование 61
3.2. Адаптация к нормобарической гипоксии (гипоксическое прекондиционирование) 61
3.2.1. Прерывистое гипоксическое прекондиционирование 61
3.2.2. Импульсное гипоксическое прекондиционирование 61
4. Оценка неврологических, физиологических, морфологических и биохимических параметров у крыс в процессе эксперимента 62
4.1. Оценка неврологического статуса крыс линии Крудшнского-Молодкиной во время эпилептического припадка 62
4.2. Определение степени поражения головного мозга при геморрагическом инсульте. 63
4.3. Оценка содержания N0 в крови крыс линии КМ 64
Протоколы экспериментов 66
1. Влияние NO-генерирующего соединения нитрита натрия (NaN02) на устойчивость крыс линии КМ в условиях акустического стресса. 66
2. Влияние NO-генерирующего соединения нитрата натрия (NaN03) на устойчивость крыс линии КМ в условиях акустического стресса. 66
3. Влияние блокатора NO-синтаз L-NNA на устойчивость крыс линии КМ в условиях акустического стресса. 66
4. Влияние L-аргинина на устойчивость животных к действию аудиогенного стресса. 61
5. Влияние кратковременной гипобарической и нормобарической гипоксической тренировки (прекондиционирования) на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу. 61
5.1. Влияние кратковременной адаптации к гипоксии на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу. 67
5.2. Влияние импульсного гипо барического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу. 68
5.3. Влияние импульсного нормобарического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу. 68
6. Влияние гипобарического прекондиционирования и блокатора NO-синтаз L-NNA на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу. 69
7. Препараты, использованные в исследовании 70
8. Статистическая обработка результатов 70
Результаты исследовании 71
1. Влияние NO-генерирующих соединений нитрита натрия (NaN02) и нитрата натрия (КаЖ)з) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 72
1.1. Влияние нитрита натрия (5мг/кг и 50мг/кг) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 72
1.2. Влияние нитрата натрия (5мг/кг и 50мг/кг) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу
2. Влияние L-аргинина на устойчивость крыс линии КМ к стрессорному акустическому воздействию 79
3. Влияние блокатора NO-синтазы L-NNA на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 81
4. Влияние гипоксического прекондиционирования и блокатора NO-синтаз L-NNA на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 90
4.1. Влияние гипоксического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 91
АЛЛ. Влияние нормо барического гипоксического прекондиционирования (10% СЬ) на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 91
4.1.2. Влияние гипоксического прекондиционирования (5000 м н.у.м) на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 94
5. Влияние гипоксического прекондиционирования и блокатора NO-синтазы L-NNA на устойчивость крыс линии КМ к звуковому стрессу 96
6. Влияние гипобарического гипоксического прекондиционирования на образование оксида азота в крови крыс линии КМ при действии NO-генерирующего соединения NaN02 и блокатора NO-синтазы L-NNA 101
Обсуждение результатов 105
1. Влияние NO-генерирующих соединенней нитрита натрия (NaN02) и нитрата натрия (NaN03) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 106
1.1. Влияние нитрита натрия (NaN02) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 106
1.2. Влияние нитрата натрия (5мг/кг и 50мг/кг) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 108
2. Влияние L-аргинина на устойчивость крыс линии КМ к стрессорному акустическому воздействию 109
3. Влияние блокатора NO-синтазы на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу 111
4. Влияние гипоксического прекондиционирования и блокатора NO-синтаз на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 114
4.1. Влияние гипоксического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 115
.4.1.1. Влияние нормобарического гипоксического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 115
4.1.2. Влияние гипоксического прекондиционирования на устойчивость крыс линии КМ к аудиогенному стрессу 117
5. Влияние гипоксического прекондиционирования и блокатора NO-синтазы L-NNA на устойчивость крыс линии КМ к звуковому стрессу 118
6. Влияние гипобарического гипоксического прекондиционирования на образование оксида азота в крови крыс линии КМ при действии NO-генериругощего соединения NaNO^ и блокатора NO-синтазы L-NNA 120
Заключение 124
Выводы 129
Список литературы 130
Приложение 158
- Синтез N0 другими ферментами
- Оценка неврологического статуса крыс линии Крудшнского-Молодкиной во время эпилептического припадка
- Влияние нитрита натрия (5мг/кг и 50мг/кг) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу
- Влияние блокатора NO-синтазы на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу
Синтез N0 другими ферментами
Нитратредуктазной и нитритредуктазной активностью обладают ксантиноксидоредуктаза (ксантиноксидаза), миелопероксидаза, лактатперокмидаза - ферменты, которые широко представлены в молочной и слюнных железах, в головном мозге, лейкоцитах (макрофагах и эозинофилах) и тимоцитах, бактериях (Stuehr D.J. et. al., 1987; McKnight G.M. et. al., 1997; Zweier J.L. et. al., 1999; Stevens C.R. et. al., 2000; Ricciardolo F.L.M., 2003). Активность нитратредуктаз и нитритредуктаз особенно возрастает в условиях ишемии и гипоксии (McKnight G.M. et. al., 1997; Millar T.M. et. al., 1998; van der Vliet A. et. al., 1999; van Dalen CJ. et. al., 2000; Beckman J.S., 2001; Yoneyama H., 2001; Zinchuk V.V. et. al., 2002; Lundberg J.O. et. al., 2004; Martin H.M. et. al., 2004; Gladwin M.T., 2005). То есть, во время ишемии и ограниченной доставки кислорода к клеткам эти ферменты становятся источником образования оксида азота, осуществляя трансформацию нитратов в сложном каскаде реакций: N03" — N02" -» NO. Полагают, что в условиях ишемии, сопровождающиеся гипоксией, синтез оксида азота NO-синтазами значительно ограничен. Причиной снижения образования NO считают уменьшение поступления кислорода во время гипоксии, который, как и L-аргинин является субстратом этих ферментов (Реутов В.П., 1995; McKnight G.M. et. al., 1997; Millar Т.М. et. al., 1998; van Dalen С J. et. al., 2000; Martin H.M. et. al., 2004).
В настоящее время трафик трансформации нитратов и нитритов в NO интенсивно исследуется и существует несколько мнений по поводу путей превращения NO3" и N02" в NO. В основном предполагают, что нитраты и нитриты, попадая в организм в месте с водой и пищей, частично всасываются в кишечнике в кровь (около 25% нитратов и нитритов). Затем с током крови нитраты доставляются в слюнные железы, где бактериальными нитратредуктазами восстанавливаются до нитритов и оксида азота. Затем нитриты снова поступают в желудочно-кишечный тракт (ЖКТ), где нитритредуктазами бактерий и ферментами тканей ЖКТ (в основном колоноцитами) редуцируются до NO-2 (нитрит радикал ион - источник канцерогенеза и модификации белков и липидов) и NO (Рис. 4). В других работах показано, что нитраты и нитриты сразу трансформируются в NO в желудочно-кишечном тракте (van Dalen CJ. et. aL, 2000; Doel J J. et. al., 2001; Godber B.L.J, et. al., 2001; Iijima K. et. al., 2003; Miyoshi M. et. aL, 2003; Li H. et. al., 2004; Martin H.M. et. al., 2004).
Схема генерации N0 и 0N00" ксантиноксидазой (нитрит- и нитратредуктазная реакция). В гипоксических условиях и в присутствии нитрита натрия, дефицита ксантина и NADH оксид азота (N0) генерируется на молибденовом сайте. Молекулярный кислород уменьшается на флавинадениндинуклеотидном сайте (FAD), генерирующим супероксид радикал кислорода (02 -), который реагирует с N0, образуя пероксинитрит (ONOO"). van der Vliet A. et. al., 1999 (с изменениями).
Особенно быстро редукция нитратов и нитритов происходит в желудке, так как активность нитрат- и нитритредуктаз резко увеличивается в условиях дефицита кислорода и низкого рН. Предполагается, что механизм канцерогенеза в ЖКТ связан с повышенной активностью нитрит- и нитратредуктаз сапрофитов (полезных симбионтов человека) и патогенных бактерий желудка и кишечника (Schmidt H.H.H.W. et. al., 1996; Badawi A.F. et. al., 1998; Forman D. et. al., 1998; Roediger W.E. et. al., 1998; Miyoshi M. et. al., 2003; Lundberg J.O. et. al., 2004). Сторонники нитратного канцерогенеза считают, что длительное и чрезмерное поступление нитратов и нитритов в организм приводит к увеличению как численности самой патогенной флоры (например, Helicobacter pylori), так и нитрит- и нитратредуктазной активности ферментов этих бактерий. В результате нитраты и нитриты преобразуются в N02", ONOOH и N0, которые приводят к повышенному формированию S-нитрозоаминов и S-нитрозоамидов. Эти нитрозо со единения в конечном итоге являются причиной канцерогенеза в ЖКТ (Stewart V., 1994; Schmidt H.H.H.W. et. al, 1996; Jiang Q. et. al., 1997; van Dalen C.J. et. al., 2000; Godber B.L.J, et. al., 2001; Vermeer I.T. et. al., 2001; Dallas S.J.S., 2002; Martin H.M. et. al., 2004). Мульти функциональная роль нитратов и нитритов не ограничивается только отрицательными свойствами, В настоящее время установлено, что нитрит- и нитратредуктазная активность таких ферментов как ксантиноксидоредуктаза и гемоглобин осуществляют физиологически важные функции. Так, известно, что у кормящих женщин резко повышается активность молочной ксантиноксидазы (которая выполняет антибактериальную функцию в кишечнике грудных детей. При этом ксантиноксидоредуктаза переходит из ксантиндегидрогеназной изоформы в ксантиноксидазную изоформу, увеличивая тем самым количество ксантиноксидаз. Известно, что у младенцев плохо сформирована кишечная флора, которая выполняет множество функций у взрослых, в том числе и антибактериальную за счет нитрит- и нитратредуктазных реакций. Нитраты и нитриты, поступая в кишечник младенцев, редуцируются ксантиноксидазой до NO, который образует ONOO", повреждающий патогенные бактерии (van Dalen C.J. et. al., 2000; Li H. et. al., 2004; Lundberg J.O. et. al., 2004). Гемоглобин также может обладать нитрит- и нитратредуктазной активностью особенно в условиях гипоксии и ишемии, тем самым становясь дополнительным источником NO во время нарушенного мозгового кровотока (Zinchuk V.V. et al., 2002; Gladwin M.T, 2005).
Оценка неврологического статуса крыс линии Крудшнского-Молодкиной во время эпилептического припадка
Нитрит натрия является NO-генерирующим соединением. В низких дозах NaN02 проявляет ангиопротекторные свойства, а в высоких — приводит к гемической гипоксии (Титов ВЛО. и др., 1996; Реутов В.П., 1995; Coleman M.D. et. al., 1996; Gow AJ. et. al., 1998). Исследование проводилось в два этапа. В первой части эксперимента изучалось влияние нитрита натрия в дозе 5мг/кг. Животные были разделены на две группы: контроль (п=16) и опыт (п=17). Во второй части эксперимента исследовалось влияние нитрита натрия в дозе 50 мг/кг. Крысы были поделены на две группы: контроль (п=18) и опыт (п=19). Во всех экспериментах исследуемые субстанции вводили за 60 минут до аудиогенной экспозиции. Электрический звонок вызывал судорожные припадки во всех группах крыс линии КМ.
При воздействии нитрита натрия в дозе 5 мг/кг, практически не повышающей уровень метгемоглобина (metHb) в крови (Титов B.IO. и др., 1996; Реутов В.П., 1995; Coleman M.D. et. al, 1996; Gow AJ. et. al., 1998), наблюдали защитный эффект этого вещества у крыс КМ в условиях акустической экспозиции. При этом положительное влияние NaN02 не было обусловлено снижением возбудимости ЦНС, поскольку величина латентного периода в контрольной и опытной группах была практически одинаковой: 2,9±0,4с и 2,4±0,3с, соответственно (Результаты представлены на Рис. 1-3 и в Таблице 1 Приложения).
На фоне введения нитрита натрия в дозе 5 мг/кг (Рис. 1) значительно снизилась доля тяжелых нарушений движений по сравнению с контролем (35,3±11,9% и 62,5±12,5%, соответственно, р 0,05) и увеличилась доля
Уменьшение неврологического дефицита сопровождалось снижением смертности в опытной группе крыс от 25,0+11,2% до 0%, р 0,05 (Рис. 2). Оценка средней площади субдуральных и субарахноидальных кровоизлияний показала значительное снижение объема поражений у опытных животных по сравнению с контролем: 12,1+5,9 мм2 и 80,9+18,2 мм2, соответственно, р 0,01 (Рис. 3). Частота внутрижелудочковых кровоизлияний у опытных животных была также ниже, чем в контроле: 17,6+9,5% и 62,5+12,5%, соответственно, р 0,05 (Табл. 1).
Нитрит натрия в дозе 50мг/кг массы тела, вызывающий образование метгемоглобина в пределах 50-60% (Титов В.Ю. и др., 1996; Реутов В.П., 1995), снижал устойчивость животных к акустическому стрессу. При этом произошло не только, увеличение неврологического дефицита в опытной группе, но изменился характер внутричерепных кровоизлияний. Данные приведены на Рис. 4-6 и в Таблице 2 Приложения.
Показатели, характеризующие возбудимость центральной нервной системы, достоверно различались в обеих группах: латентный период в контрольной группе животных составил 3,9+0,3с, а в группе крыс, которым вводили нитрит натрия в дозе 50мг/кг, он уменьшился до 2,5±0,3с, р 0,01 (Табл. 2).
На фоне введения нитрита натрия в дозе 50 мг/кг по сравнению с контролем (Рис. 4) значительно снизилась доля средних (50,0+11,8% и 5,3+5,3%, соответственно, р 0,01) и возросла доля тяжелых нарушений движений (94,7+5,1% и 50,0+11,8%, соответственно, р 0,01). Легкие нарушения движений отсутствовали как в контроле, так и в опытной группе (Рис. 4).
Значительная выраженность частоты тяжелых нарушений движений у крыс, которым внутрибрюшинно вводили нитрит натрия в дозе 50мг/кг, сопровождалась увеличением смертности с 22,2+9,8% до 63,2+11,1%, р 0,05 (Рис. 5). Негативное влияние высокой дозы нитрита натрия проявилось и в увеличении внутричерепных кровоизлияниях в опытной группе. У крыс, которые получали нитрит натрия в дозе 50мг/кг, по сравнению с контрольными животными была увеличена площадь средних субдуральных и субарахноидальных кровоизлияний: 183,1±11,7 мм и 92,9±20,4 мм, соответственно, р 0,001 (Рис. 6). Частота внутрижелудочковых кровоизлияний в опытной группе увеличилась с 38,9±11,8% до 100%, р 0,001 (Табл. 2).
Влияние нитрита натрия (5мг/кг и 50мг/кг) на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу
Животные были разделены на три группы. Первая группа крыс служила контролем (п=11). Вторую группу (ГТС-Ю-П, п=12) и третью группу (ГГС-10-Н, п-12) животных перед аудиогенной экспозицией в течение одного часа адаптировали к гипоксии: 2-я группа адаптировалась к гипоксии в прерывистом (циклическом) нормобарическом режиме (10% Ог), 3-я группа -в непрерывном нормобарическом режиме (10% (). Как показали результаты экспериментов, достоверных различий по контролируемым показателям (латентный период, нарушения движений и внутричерепные кровоизлияния) между прерывистым и непрерывным нормобарическим гипоксическим прекондиционированием крыс линии КМ обнаружено не было (Рис. 27-29 и Табл.9). В тоже время, между контрольной группой и группами с гипоксической стимуляцией наблюдалось значительное различие в исследуемых параметрах. Так, латентный период, характеризующий возбудимость нервной системы, в контрольной группе крыс линии КМ равнялся 2,2±0,4с. В группах животных, подвергшихся адаптации к гипоксии этот показатель достоверно был выше, чем в контроле: 11,8±2,7с (ГТС-10-Н), р 0,01 и 12,0±2,0с (ГТС-Ю-П), р 0,001 (Табл.9).
Адаптация к гипоксии уменьшила выраженность средних и тяжелых нарушений движений и увеличила долю легких нарушений движений в опытных группах по сравнению с контролем. Частота легких и средних нарушений движений в контроле равнялась 0%. В группах ГТС-Ю-П и ГГС-10-Н этот показатель достоверно был выше, чем в контрольной группе: 34,3±14,2% (р 0,05) и 75,0±13,1% (р 0,001), соответственно (Рис. 27). Частота средних нарушений движений в группах ГТС-Ю-П и ГГС-Ю-Н составила по 16,7±11,2% в каждой группе (Рис. 27). Адаптация к гипоксии в обоих режимах снизила процент животных с тяжелыми нарушениями движений со 100% (контроль) до 25,0±13,1% (р 0,001) в группе ГТС 10-П и до 8,3±8,3% (р 0,01) в группе ГТС-Ю-Н (Рис. 27). В группе ГГС-10-П были животные, у которых не было отмечено нарушений движений. Доля этих животных равнялась 25,0=ЫЗ,1% и была достоверно (р 0,05) выше, чем в контроле (Рис. 27). Адаптация к гипоксии в обоих режимах уменьшила смертность в опытных группах с 54,5% до 0%, р 0,001 (Рис. 28).
Также протекторный эффект гипоксическая тренировка оказала на внутричерепные кровоизлияния. По сравнению с контролем, средняя площадь субдуральных и видимых субарахноидальных кровоизлияний у животных обеих опытных групп снизилась почти в 10 раз: с 55,4±8,7 мм2 (контроль) до 5,4±2,1мм2 (ГГС-Ю-Н), р 0,001 и 5,4±2,6мм2 (ГГС-Ю-П), р 0,001 (Рис. 29). Частота внутрижелудочковых кровоизлияний в контрольной группе составила 91Д±9,1%, а после адаптации к гипоксии снизилась в группе ГТС-Ю-П до 16,7±11,2% (р 0,001), а в группе ГГС-Ю-Н уменьшилась до 25,0±13Д%, р 0,01 (Табл.9). Рис. 29. Влияние 2-х часового нормобарического прерывистого (ГГС-Ю-П) и непрерывного (ГГС-10-Н) гипоксического прекондиционирования (10% 02) на площадь возникновения субдуральных и субарахноидальных кровоизлияний у крыс линии КМ в условиях акустического стресса.
Таким образом, после воздействия нормобарического гипоксического прекондиционирования (10% СЬ) в обоих режимах звуковой стресс крысами линии КМ переносился легче. Влияние гипоксического прекондиционирования (5000 м н.у.м) на устойчивость крыс линии КМ к ауд йоге и ному стрессу Крысы были разделены на две экспериментальные группы: контроль (п=11) и опыт (п=12). Животные опытной группы перед аудиогенной экспозицией в течение 2-х часов адаптировались к гипоксии в циклическом (прерывистом) гипобарическом режиме: три цикла по 40 минут. Эксперимент показал, что гипобарическая адаптация к гипоксии (5000 м н.у.м), как и нормо барическая тренировка, оказала протекторное влияние на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу. После 2-х часовой циклической барокамерной гипоксии величина латентного периода в опытной группе животных увеличилась с 4,3±0,4с до 16,3±1,0с, р 0,001 (Табл. 10). Положительный эффект периодической гипобарической тренировки проявился в снижении доли животных со средними и тяжелыми нарушениями движений и в увеличении числа крыс с легкими нарушениями движений и крыс, у которых вообще отсутствовал неврологический дефицит (Рис. 30). Так, в контрольной группе доля животных без нарушений движений составила 0%, а в опыте 70,0±15,3%, р 0,01 (Рис. 30). Частота легких и средних нарушений движений в контрольной и опытной группах достоверно не различалась и составила: легкие нарушения движений 9,1±9,1% и 30,0±15,3%, соответственно; средние нарушения движений 9,1±9,1% и 0%, соответственно (Рис. 30). В процессе аудиогенной экспозиции в опытной группе после адаптации к гипобарической гипоксии доля тяжелых нарушений движений снизилась с 81,8±12,2% до 0%, р 0,001 (Рис. 30). Частота летальных исходов в обеих группах животных составила 0% (Табл. 10).
Влияние блокатора NO-синтазы на устойчивость крыс линии КМ к акустическому стрессу
Проведённые эксперименты позволили установить, что нитрит натрия в дозах 5 мг/кг и 50 мг/кг массы тела обладает различным действием на животных в условиях акустического стресса (Рис. 1-6 и Табл. 1, 2). Действие относительно низкой дозы нитрита натрия - 5 мг/кг, не вызывающие увеличения содержания метгемоглобина, приводило к повышению устойчивости крыс к действию акустического стресса. Ранее было установлено, что умеренное повышение содержания N0 и продуктов его метаболизма (N(V и Ж)з") индуцирует пространственное перераспределение белков из растворимого в мембранно-связанное состояние (Nakalci Т., 1994; Adnot S. et. al., 1995; Polymeropoulos M.H. et. al., 1997; Samdani A.F. et. al., 1997; Bolanos J.P. et. al., 1999). При таком перераспределении белков может значительно увеличиваться как стабильность этих белков, так и стабильность мембран, поскольку известно, что наиболее уязвимыми по отношению к действию N0 и другим свободнорадикальным продуктам являются жирные ненасыщенные кислоты, входящие в состав липидов мембран (Sessa W., 1994; Garthwaite J. et. al., 1995; Moncada S. et. al., 1993; Rubanyi G.M., 1994; Iadecola C, 1997; KhaldiA.A., 2001).
Кроме того, при перераспределении белков и ферментов из растворимого в мембранно-связанное состояние могут активироваться многие ферментные системы, в том числе и ферменты гликолиза, участвующие в синтезе АТФ (Palmer R.M. et. al, 1987; Moncada S. et. al., 1993; Lowenstein C.J. et. al., 1994; Crow J. et. al., 1995; Alderton W.K. et. al., 2001). При этом могут запускаться многочисленные механизмы компенсаторно-приспособительных реакций организма, одной из которых, как нами было показано ранее, является увеличение скорости локального кровотока (Реутов В.П., 2002). Поэтому может повышаться скорость доставки в ткани кислорода, что вероятно способствует уменьшению гипоксии мозга, которая возникает в тонической фазе судорожного припадка (Ничков С. и др., 1969).
Снижение устойчивости животных в условиях акустической экспозиции при воздействии нитрита натрия в дозе 50 мг/кг массы тела можно объяснить гемическои формой гипоксии. Известно, что гипоксия мозга является одним из . критических факторов при развитии внутричерепных кровоизлияний (Zinchuk V.V. et. al., 2002; Faraci F.M. et. al., 1993; de Vasconcelos A.P. et. al., 1995). Тяжёлые токсические эффекты наступают тогда, когда уровень NO-генерирующих соединений начинает превышать физиологический в 1000 и более раз (Реутов В.П., 1995; Башкатова В.Г. и др., 1998; Нечипуренко Н,И., 2004; Bolan J.P. et. al., 1999). Известно также, что усиление синтеза оксида азота при восстановлении ионов NO"2 может приводить к ингибированию дыхательной цепи митохондрий и к снижению синтеза АТФ (Garthwaite J. et. al., 1988; Dawson T.M. et. al., 1992; Galpem W.R. et. al., 1996; Salter M. et. al., 1996; Kelm M., 1999). Кроме того, активное образование оксида азота при гемическои гипоксии, вызываемой такими дозами нитрита натрия, может активировать образование пероксинитритов, которые, распадаясь на диоксид азота и ОН-радикал, могут вызывать повреждение мембран нервных и эндотелиальных клеток, а также приводить к нарушению целостности кровеносных сосудов и кровоизлияниям (Faden A.I. et. al., 1989; Samuels A. et. al, 1994; Lipton S.A, et. al., 1994; Hossman K.A., 1998; Meldrum B.S., 2000).
Таким образом, учитывая полученные нами факты и литературные данные, можно заключить, что изменения концентрации NO в ту или иную сторону могут неоднозначно влиять на развитие стрессорных повреждений, усиливая или уменьшая их. В наших экспериментах внутрибрюшинное введение нитрита натрия в дозе 5мг/кг производило защитный эффект в результате умеренного повышения N0, а в дозе 50мг/кг приводило к гиперпродукции N0, которая усиливала стрессорные повреждения, вызванные сильным звуком у крыс линии КМ.
Предполагаемый механизм защитного действия нитрата натрия реализуется, по-видимому, через нитрат- и нитритредуктазную активность ферментов, которые в большом количестве представлены в организме млекопитающих: кс антин оксид аза, ксантиноксидредуктаза, нитратредуктаза и нитритредуктаза.
В работах ряда авторов (Millar Т.М. et. al., 1997; Zweier J.L. et. al., 1999; Godber B.LJ. et. al., 2000; Li H. et. al., 2003) отмечено увеличение активности нитратредуктаз и нитритредуктаз при нарушениях мозгового кровообращения, сопровождаемых явлениями ишемии/гипоксии. Эти ферменты могут восстанавливать ионы NO3" в оксид азота по цепи трансформаций N03 - N02" - NO (Lundberg J.O. et. al., 2004; Martin H.M. et. al., 2004; van Dalen CJ. et, al, 2004; Gladwin M.T, 2005). Ранее было установлено, что умеренное повышение содержания NO и продуктов его метаболизма индуцирует пространственное перераспределение белков из растворимого в мембранно-связанное состояние (Реутов В.П., 1995). При этом увеличивается скорость мозгового кровотока (Реутов В.П. и др., 2002), что в свою очередь может снижать последствия ишемии и гипоксии мозга, развивающиеся в результате судорожного припадка. Схожие протекторные эффекты NaN03 нами обнаружены и при введении нитратов крысам в экспериментах с окклюзией двух сонных артерий (Кузенков B.C., 2004).
Некоторое снижение возбудимости центральной нервной системы у опытных животных под действием нитрата натрия, проявившееся в увеличении латентного периода судорожного припадка также может вносить положительный вклад, уменьшая развитие стрессорных повреждений.
Недостоверное защитное влияние нитрата натрия в дозе 5 мг/кг массы тела, по-видимому, связано с недостачно высокой генерацией N0 нитратредуктазами в данных условиях.
Таким образом, внутрибрюшинное введение нитрата натрия в дозе 50мг/кг производило защитный эффект, уменьшая стрессорные повреждения, вызванные сильным звуком у крыс линии КМ. Введение нитрата натрия в дозе 5мг/кг не оказало протекторного влияния на животных к аудиогенному стрессу.
