Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Аналитический обзор литературы 12
1.1. Эффекты однократного и длительного потребления этанола 12
1.2. Влияние этанола на протеолиз 16
1.3. Пути фармакологической коррекции алкогольного поражения головного мозга 21
1.4. Антиоксиданты 22
1.4.1. Характеристика лекарственного средства Мексидол 24
1.4.2. Характеристика лекарственного средства Тиотриазолин 27
Глава 2. Материалы и методы исследований 31
2.1. Методология и методы проведенного исследования 31
2.2. Экспериментальные модели алкогольной интоксикации 32
2.3. Методы исследований
2.3.1. Биохимические методы 38
2.3.2. Морфологические методы 47
2.3.3. Физико-химические методы 48
2.3.4. Методы статистической обработки данных 48
Глава 3. Результаты исследования 50
3.1. Результаты однократного введения этанола 50
3.1.1. Воздействие однократного введения этанола на протеолиз в ткани
головного мозга крыс 50
3.1.2. Изменения протеолиза в крови, вызванные однократным введением этанола 54
3.1.3. Изменения структурно-функциональной организации головного мозга при однократном воздействии этанола 59
3.2. Введение этанола в течение 16 недель 65
3.2.1. Протеолиз в ткани головного мозга крыс при воздействии этанола длительностью 16 недель 65
3.2.2. Протеолиз в сыворотке крови крыс при потреблении этанола длительностью 16 недель 70
3.2.3. Изменения структурно-функциональной организации головного мозга крыс после потребления этанола длительностью 16 недель 75
3.3. Эффекты хронического потребления этанола длительностью 29
недель 82
3.3.1. Протеолиз в ткани головного мозга крыс после применения этанола длительностью 29 недель 82
3.3.2. Изменения в сыворотке крови, вызванные применением этанола длительностью 29 недель 90
3.3.3. Изменения структурно-функциональной организации головного мозга крыс при применении этанола длительностью 29 недель 94
3.3.4. Сравнительная характеристика интенсивности протеолиза при различных моделях хронической алкогольной интоксикации 98
3.4. Результаты применения Мексидола 100
3.4.1. Влияние Мексидола на протеолиз в ткани головного мозга 100
3.4.2. Влияние Мексидола на протеолиз в сыворотке крови крыс 105
3.4.3. Влияние Мексидола на структурно-функциональную организацию головного мозга при хронической интоксикации этанолом 108
3.5. Результаты применения Тиотриазолина 113
3.5.1. Влияние Тиотриазолина на интенсивность протеолиза в ткани головного моза 113
3.5.2. Влияние Тиотриазолина на интенсивность протеолиза в сыворотке крови 120
3.5.3. Влияние Тиотриазолина на структурно-функциональную организацию головного мозга при хронической интоксикации этанолом 125
3.6. Влияние Мексидола и Тиотриазолина на протеолиз in vitro 129
Глава 4. Обсуждение полученных результатов 134
Выводы 141
Практические рекомендации 143
Список использованных сокращений 144
Список литературы
- Пути фармакологической коррекции алкогольного поражения головного мозга
- Морфологические методы
- Изменения структурно-функциональной организации головного мозга крыс после потребления этанола длительностью 16 недель
- Влияние Тиотриазолина на структурно-функциональную организацию головного мозга при хронической интоксикации этанолом
Пути фармакологической коррекции алкогольного поражения головного мозга
Этиловый спирт легко растворяется в липидах, обладает выраженной органотропностью – в головном мозге его концентрация превышает содержание в крови [49]. Всасываясь в кровь, этанол легко преодолевает гемато-энцефалический барьер, а при длительных интоксикациях способствует его повреждению и повышению проницаемости [102]. Вследствие этого одним из наиболее чувствительных органов к воздействию этанола является головной мозг [29, 41, 50, 54, 87, 93, 102, 133, 159, 160, 180, 203, 226, 229, 231, 232, 241, 242, 255, 278, 287]. Под воздействием этанола в ткани головного мозга наблюдается гиперемия, расширение капилляров, нарушение кислотно-основного состояния, водно-электролитного баланса, микроциркуляции, гемокоагуляции [93], а также дистрофические и дегенеративные изменения клеток глии и нейроцитов [87, 192, 197].
Наиболее уязвимы для алкоголя нейроны, так как этиловый спирт обладает нейротоксическим действием [93, 114, 255]. Этанол вызывает индуцирование функциональных изменений в нейронах головного мозга [206, 290, 291] путем изменения состояния белкового компонента мембран нейронов, содержания в них жидкости, способности мембран к транспорту ионов, что приводит к набуханию нейроцитов [93]. В результате этого происходит изменение жидкокристаллического состояния биологических мембран, в которых возрастает подвижность молекул липидов и белков [93]. Ранее считалось, что главным эффектом этанола на ЦНС являлась флюидизация мембран нейронов [212], затем было выдвинуто мнение, что наибольший вред наносит образование свободных радикалов и нарушение билипидного слоя биологических мембран [244]
В настоящее время считается, что главным эффектом этанола на нервные клетки является модификация белков биологических мембран [93]. Основные механизмы, которые лежат в основе этанол-индуцированных функциональных изменений мозжечка, связывают со следующими факторами: эндотоксичность, особенности диеты, недостаток тиамина, аномалии нейроглии, активация апоптоза, оксидативный стресс, изменения энергетического статуса клетки [264]. Острая и хроническая алкогольная интоксикация сопровождается также нарушением функционирования ряда нейротрансмиттерных систем: серотонинергической, дофаминергической [171, 188, 206, 226, 245, 260], а также систем возбуждающих и тормозных аминокислот-трансмиттеров [115, 211]. Этанол влияет на функции основных нейромедиаторных и нейромодуляторных систем, изменяет функцию ГАБА [33, 218, 234, 236, 258, 259], активирует N-метил-D-аспартатные (NMDA) рецепторы [114, 205, 206, 257, 290, 291], чрезмерная стимуляция которых сопровождается образованию оксида азота и нейротоксическими эффектами [29, 114, 201, 206]. Интоксикация этанолом способствует повышению внутриклеточной концентрации ионов кальция, а также повреждению комплекса ГАМК/хлорный канал [114]. Свободные радикалы, которые образуются в результате метаболизма этанола способны к инициированию апоптотической нейродегенерации [171, 173, 200, 223], развивающейся как каскадный процесс и сопровождающейся активацией специфических про- или антиапоптических белков, а также протеолитических ферментов каспаз, в частности каспазы-3, с активацией которой также связывают нейротоксичность этанола [93, 172, 191, 200].
Изменение уровня биологически активных пептидов при алкогольной интоксикации [29], связывают с изменением активности ферментов их обмена фенилметилсульфонилфторид-ингибируемой карбоксипептидазы и карбоксипептидазы Н [22, 114]. Этанол снижает уровень специфического протеина мозга, который стимулирует рост нейронов (фактор роста мозга) и нарушает экспрессию гена bcl-2, ингибирующий апоптоз [114, 209]. Интоксикация этанолом нарушает транспорт глутамата в головном мозге [265], изменяет содержание антиоксидантов [178], стимулирует высвобождение кортикостерона [170], увеличивает активность ацетилхолинэстеразы (АХЭ) [100]. При длительном действии алкоголя в ткани головного мозга крыс уменьшается активность тиаминкиназы и кетоглутаратдегидрогеназного комплекса (КГДГ), снижается уровень NAD+ [100]. Острые отравления алкоголем представляют собой «острую химическую травму», развивающуюся вследствие попадания в организм токсической дозы этилового спирта. Острая алкогольная интоксикация характеризуется сердечнососудистой недостаточностью, метаболическим ацидозом, а также нарушением деятельности коры больших полушарий головного мозга, поражением клеток спинного и продолговатого мозга [159, 167].
Хроническая алкогольная интоксикация вызывает изменения в органах и системах, что может вызывать прогрессирующую полиорганную патологию, а также развитие токсической энцефалопатии, которая может проявляться как симптомами возбуждения ЦНС (бред, галлюцинации, судорожный синдром), так и угнетением в виде заторможенности, оглушения, сопора [93]. Хроническая интоксикация этанолом способна оказывать функциональное и структурное повреждение головного мозга, которое может приводить к неврологической дисфункции [216], вызывает характерную модуляцию апоптоз-ассоциированных белков, высвобождение цитохрома С, сопутствующее с активацией прокаспазы-9 и прокаспазы-3, ведущее к фрагментации олигонуклеосомальной ДНК в коре головного мозга и мозжечке [255].
Серьезным соматическим осложнением алкоголизма является алкогольный синдром отмены [118, 213]. Развитие СОА связывают с формированием физической зависимости от алкоголя [20, 292]. СОА характеризуется как «комплекс вегетативных, соматических, неврологических и психических нарушений, возникающих у больных алкоголизмом вслед за прекращением или резким сокращением более или менее длительного и массивного пьянства» [91]. Развитие СОА определяется токсическим поражением этанолом и прогрессирующей токсемией ацетальдегидом, которые приводят к грубым нарушениям гомеостаза, множественной прогрессирующей органной недостаточности, постепенной декомпенсации систем естественной дезинтоксикации организма, системным метаболическим нарушениям, при которых возникают расстройства функции головного мозга [118, 161]. При СОА наблюдается метаболический ацидоз, спазм микроциркуляции [161], устойчивые и повторяющиеся колебания уровня аутоантител к NMDA рецепторам и их субъединице NR2A в сыворотке крови [33]. СОА вызывает нарушение нейрохимических взаимодействий [239] и может проявляться в виде вегетативно-астенических, неврологических и психотических расстройств [1]. При СОА наблюдается выраженная дегидратация, однако отмечается склонность к отеку головного мозга [91, 161].
Морфологические методы
Для определения активности эндогенных ингибиторов цистеиновых протеиназ сыворотку крови разбавляли в 2 раза. В инкубационную смесь вносили 0,2 мл сыворотки крови, объем субстрата БАПНА составлял 0,5 мл, время инкубации в термостате при 37 C - 120 минут. Реакцию останавливали с помощью ТХУ, пробирки центрифугировали в течение 15 минут при 3000 оборотов в минуту, затем отбирали 1,5 мл прозрачного центрифугата и доводили рН до 6 (рН контролировали с помощью универсальной индикаторной бумаги). В мерном цилиндре доводили объем пробы до 3 мл. Измерения производили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 410 нм против дистиллированной воды.
Активность эндогенных ингибиторов цистеиновых протеиназ (ISH) сыворотки крови выражали в относительных единицах и вычисляли по формуле 4: (4)
Образцы ткани взвешивали на электронных весах, измельчали и гомогенизировали с помощью стеклянного гомогенизатора на холоду. В качестве среды выделения для осуществления гомогенизации была избрана дистиллированная вода, применение которой способствовало более полному лизису цитоплазматических и лизосомальных мембран. Разведение гомогенатов ткани в дистиллированной воде проводили в соотношении 1:4 – 1:39 [193]. Условия экстракции отрабатывали экспериментально. Нами было исследовано влияние 4 мМ цистеина, который сохраняет дисульфидные связи в белках и тем самым их нативную структуру [68] и воздействие неионогенного детергента тритона Х-100 на полноту экстракции белков. После отработки метода приготовления экстракта были определены оптимальные условия его изготовления, которые были использованы для проведения серийных опытов. Таким образом, гомогенизацию ткани головного мозга проводили в дистиллированной воде в соотношении 1:9, экстракцию осуществляли в течение 24 часов на холоду в присутствии 4 мМ цистеина при регулярном перемешивании. Для удаления разрушенных клеток гомогенаты центрифугировали 30 минут при 3000 оборотах в минуту в рефрижераторной центрифуге при 0 – 4С. Надосадочную жидкость осторожно переносили в пробирки для микропроб, замораживали и хранили в морозильнике при температуре – 60С. После размораживания образцы использовали для определения активности трипсиноподобных и цистеиновых протеиназ и их эндогенных ингибиторов. Определение активности трипсиноподобных протеиназ в экстрактах ткани головного мозга крыс
Для определения активности трипсиноподобных протеиназ использовали 0,1 мл экстракта ткани головного мозга крыс, объем субстрата составлял 1 мл, время инкубации 60 минут. Измерения производили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 410 нм против дистиллированной воды, вносили поправку на мутность, которую замеряли при длине волны 550 нм.
Для выявления активности эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ экстракты больших полушарий головного мозга и мозжечков крыс разбавляли в 2 раза, объем экстракта составлял 0,25 мл, объем субстрата 1,0 мл, время инкубации 30 минут. Измерения производили при длине волны 410 нм против дистиллированной воды, вносили поправку на мутность (550 нм).
Активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ (ЮН) экстрактов ткани головного мозга крыс выражали в нмоль пара-нитроанилина, которое было бы отщеплено от субстрата ферментом за 1 секунду, выраженное на 1 мг белка экстракта, если бы фермент не был связан данным ингибитором, нмоль-с -мг белка (нмоль/с-мг белка). Вычисления производили по формуле о:
Для выявления активности цистеиновых протеиназ в экстракты ткани головного мозга разбавляли в 2 – 4 раза, объем экстракта составлял 0,2 мл, объем субстрата 1,0 мл, время инкубации 120 минут. После остановки реакции с помощью ТХУ пробирки центрифугировали в течение 15 минут при 3000 оборотов в минуту, затем отбирали 1,5 мл прозрачного центрифугата и доводили рН до 6 (рН контролировали с помощью универсальной индикаторной бумаги). В мерном цилиндре доводили объем пробы до 3 мл. Измерения производили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 410 нм против дистиллированной воды.
Для выявления активности эндогенных ингибиторов цистеиновых протеиназ в экстракты ткани головного мозга разбавляли в 2 – 4 раза, объем экстракта составлял 0,2 мл, объем субстрата 1,0 мл, время инкубации 120 минут. После остановки реакции с помощью ТХУ пробирки центрифугировали в течение 15 минут при 3000 оборотов в минуту, затем отбирали 1,5 мл прозрачного центрифугата и доводили рН до 6 (рН контролировали с помощью универсальной индикаторной бумаги). В мерном цилиндре доводили объем пробы до 3 мл. Измерения производили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 410 нм против дистиллированной воды.
Содержание белка в экстрактах больших полушарий головного мозга и мозжечков крыс определяли по методу Лоури [251]. Экстракты ткани головного мозга крыс разбавляли в 80 раз. Измерения производили на спектрофотометре СФ-46 при длине волны 750 нм против дистиллированной воды.
Изменения структурно-функциональной организации головного мозга крыс после потребления этанола длительностью 16 недель
Концентрацию этилового спирта в крови экспериментальных животных контролировали с помощью метода газовой хроматографии путем анализа равновесной парогазовой фазы над жидкостью [144], для чего использовали газовый хроматограф «Цвет 500М» с пламенно-ионизационным детектором. В основу определения концентрации этанола в крови был положен метод, разработанный в Институте биохимии АН БССР (Гродно) [157]. Для проведения исследований использовали стальную колонку длиной 2 м, которую заполняли носителем полисорб-1 с размером частиц 0,2–0,4 мм. Анализ проводили при температуре испарителя и детектора 150С, температура термостата колонок составляла 125С. В качестве газа-носителя использовали гелий. Расход водорода соответствовал 25 мл/мин, расход гелия – 30 мл/мин [144, 152, 157].
В сухой чистый флакон объемом 6 мл вносили 0,2 г карбоната калия и 0,2 мл безбелкового центрифугата крови. Время термостатирования составляло 30 минут, температура – 65 С. 1 мл парогазовой фазы и вводили в хроматограф предварительно нагретым до 65 С шприцем. Пики идентифицировали, выписывали их высоты, площади и времена удерживания. Концентрацию этанола в образцах рассчитывали по калибровочному графику [144, 152, 157].
Статистическая обработка полученных данных проводилась с использованием пакета прикладных компьютерных программ. Перед проведением расчетов была проведена подготовка первичных данных к анализу [38, 116]. Для определения способа представления данных и статистического метода был проведен анализ типов данных [116]. Исходя из характеристик полученных данных, их тип был определен как интервальные непрерывные количественные (числовые) данные, так как они не являются безразмерными, измеряются в абсолютных величинах, имеющих физический смысл, и теоретически могут иметь дробную часть [116]. Для сравнения трех и более независимых групп применяли непараметрический статистический метод Краскела-Уоллиса (ANOVA по Краскелу-Уоллису) – обобщение метода Манна– Уитни. Если нулевая гипотеза отклонялась, то принимали альтернативную гипотезу о различии групп и далее проводили парное сравнение групп с использованием непараметрического теста Манна–Уитни, применяя поправку Бонферрони при оценке значения р. В случае отсутствия необходимости множественных сравнений проводили парное сравнение групп с помощью непараметрического теста Манна–Уитни, а поправку Бонферрони не применяли [116]. Предпочтение при анализе было отдано тестам Манна-Уитни и Краскела-Уоллиса потому, что они являются наиболее мощными из непараметрических методов и лишь немного уступают по мощности параметрическим методам и не зависят от вида распределения признака [151]. Для представления результатов статистического анализа с помощью непараметрического теста Манна–Уитни приводили медианы, доверительные интервалы для каждой из групп, название статистического критерия и точное значение р [116].
Было обнаружено, что активность трипсиноподобных протеиназ экстракта ткани головного мозга животных контрольной группы составила 46,96 нмоль/чмг белка. Активность трипсиноподобных протеиназ в экстракте ткани головного мозга крыс, подвергшихся декапитации через 30 минут после инъекции раствора этанола, составила 47,033 нмоль/чмг белка, а через 90 минут – 46,564 нмоль/чмг белка (рисунок 1, таблица 1). Полученные данные не имеют статистически значимых различий с контрольной группой ни через 30 (р=0,4629) после введения этанола, ни через 90 минут после инъекции (р=0,6634).
Активность трипсиноподобных протеиназ в экстракте ткани больших полушарий головного мозга крыс, нмоль/чмг белка Таблица 1
Активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ, нмоль/смг белка. 0,295 (0,205 - 0,505) 0,289 (0,244 - 0,368) 0,306 (0,192 - 0,524) Активностьцистеиновых протеиназ, нмоль/чмг белка. 23,300(11,501 -35,690) 21,345 (12,685 - 27,291) 15,561 (8,480 - 26,416) Активность эндогенных ингибиторов кислых лизосомальных цистеиновых протеиназ, нмоль/чмг белка. 5,500 (3,790 - 6,410) 3,500 (2,770 - 4,880) 2,810 (1,930 - 4,360) Примечание:
Данные представлены в виде медианы, (-95% – +95%) – доверительный интервал. Активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ в контрольной группе составила 0,295 нмоль/смг белка (Рис. 2). Активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ через 30 минут после введения раствора этанола составила 0,289 нмоль/смг белка, а через 90 минут – 0,306 нмоль/смг белка, что значимо не отличалось от контроля (рисунок 2). По сравнению с контрольной группой статистически значимых изменений активности эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ не наблюдалось как через 30 минут (р=0,758), так и через 90 минут после инъекции (р=0,839). Активность ингибиторов сериновых протеиназ в экстракте ткани головного мозга крыс при острой алкогольной интоксикации.
Активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ в экстракте ткани больших полушарий головного мозга крыс, нмоль/смг белка.
Активность кислых лизосомальных цистеиновых протеиназ в контрольной группе соответствовала 23,3 нмоль/чмг белка (рисунок 3). Активность кислых лизосомальных цистеиновых протеиназ через 30 минут после внутрибрюшинного введения раствора этилового спирта соответствовала 21,345 нмоль/чмг белка, тогда как через 90 минут – 15,561 нмоль/чмг белка. Различия активности цистеиновых протеиназ по сравнению с контролем не были статистически значимыми ни через 30, ни через 90 минут после введения этилового спирта (р=0,6642; р=0,2314).
В контрольной группе экспериментальных животных активность эндогенных ингибиторов кислых лизосомальных цистеиновых протеиназ составила 5,50 нмоль/чмг белка (рисунок 4). Активность эндогенных ингибиторов кислых лизосомальных цистеиновых протеиназ составила 3,50 нмоль/чмг белка и 2,81 нмоль/чмг белка через 30 и 90 минут после инъекции соответственно. Полученные данные также не отличались от контрольных значений. Статистически достоверное (по сравнению с контролем) изменение активности эндогенных ингибиторов цистеиновых протеиназ в экстрактах ткани головного мозга крыс не было обнаружено ни через 30 минут после введении раствора этанола на (р=0,0387), ни через 90 минут (р=0,0223). Активность ингибиторов цистеиновых протеиназ в экстракте ткани головного мозга крыс при острой алкогольной интоксикации. 8 6 4 2 Гр. 1, контроль. Гр. 3, 90 мин.
Таким образом, при однократном внутрибрюшинном введении 25 % раствора этанола в дозе 2,5 грамм на килограмм массы тела животного не было выявлено статистически значимых по отношению к контрольной группе различий активности трипсиноподобных и кислых лизосомальных протеиназ, а также их эндогенных ингибиторов.
При определении концентрации этилового спирта в крови животных контрольной группы этанола обнаружено не было. Концентрация этанола в крови экспериментальных животных через 30 минут после введения раствора этилового спирта соответствовала 1,94 0/00 (ДИ от 0,942 до 2,578 0/00), через 90 минут – 1,00 0/00 ( ДИ от 0,608 до 1,77 0/00).
Влияние Тиотриазолина на структурно-функциональную организацию головного мозга при хронической интоксикации этанолом
Таким образом, применение лекарственного средства Тиотриазолин способствовало восстановлению баланса активности трипсиноподобных протеиназ и их эндогенных ингибиторов в ткани больших полушарий головного мозга через 7 суток, а в ткани мозжечка через 1 сутки после отмены этанола. После осуществления фармакологической коррекции дисбаланс активности цистеиновых протеолитических ферментов и их эндогенных ингибиторов устраняется в ткани больших полушарий головного мозга через 3 суток, тогда как в ткани мозжечка стабилизация происходит уже через 1 сутки после отмены этанола.
В сыворотке крови общая протеолитическая активность, а также активность эндогенных ингибиторов цистеиновых протеиназ после хронической алкогольной интоксикации не изменялись. Введение лекарственного средства стабилизировало активность 2-макроглобулина сыворотки крови до уровня контроля через 3 суток после отмены этанола. Однако, использование 125 фармакологической коррекции с помощью лекарственного средства Тиотриазолин оказалось малоэффективным в отношении 1-протеиназного ингибитора так как даже через 7 суток после отмены этанола на фоне применения указанного лекарственного средства данный показатель остается несколько снижен по сравнению с контролем. Стабилизирующее действие Тиотриазолина на протеолиз возможно обусловлено его способностью предупреждать обратимую и необратимую модификацию белковых молекул, так как, конкурируя за супероксидный радикал с цистеиновыми и метиониновыми фрагментами протеинов биологических мембран, он тем самым предотвращает гибель клеток [65]. Повышение активности эндогенных ингибиторов трипсиноподобных протеиназ до контрольных значений может быть связано с активацией Тиотриазолином трансляции мРНК на рибосомах, обуславливающей усиление синтеза белка [21, 86].
Таким образом, после отмены этанола Тиотриазолин способен корректировать активность протеолитических ферментов и их эндогенных ингибиторов в ткани больших полушарий головного мозга и мозжечке, однако, его использование не приводит к полному восстановлению протеиназо-ингибиторного баланса в сыворотке крови экспериментальных животных.
Влияние Тиотриазолина на структурно-функциональную организацию головного мозга при хронической интоксикации этанолом На фоне введения животным опытной группы лекарственного средства Тиотриазолин в ткани мозга сохранялись вазомоторные нарушения во всех его звеньях в виде полнокровия микрососудов, сладжирования и застоя крови в обменном и венулярном звеньях (капилляро- и венулостазы), расстройств сосудистого тонуса с неравномерным расширением сосудов, а также появлении периваскулярного отека во всех слоях коры и реактивных изменений со стороны нейроглии в виде сателлитоза и диффузного глиоза (рисунок 58). Рис. 58. Периваскулярый отек на 3 сутки после отмены этанола на фоне введения тиотриазолина. Окр. гематоксилином и эозином. Ув. 200 Примечание: 1 – периваскулярный отек.
Изменения сосудистой стенки в виде набухания эндотелиоцитов и отека сосудистой стенки, утолщения базальной мембраны капилляров были выражены слабо (1 и 3 сутки) или не определялись (7 сутки).
При этом в белом веществе полушарий мозга на 3 сутки определялись признаки набухания, начальные явления спонгиоза и в отдельных полях микрогеморрагии с глиальной реакцией по периферии.
Гистологически установлено, что введение тиотриазолина после хронической алкогольной интоксикации на фоне отмены этанола способствовало уменьшению выраженности в нейроцитах дистрофически-атрофических и дистрофически-некротических изменений. На фоне диффузного поражения ткани головного мозга уменьшалось количество клеток с явлениями кариопикноза, кариорексиса, карио- и цитолизиса, количество клеток-"теней" и мест выпадения клеток, увеличивалось количество гипертрофированных и гиперхромных нейроцитов (рисунок 59.). Рис. 59. Гипертрофия и гиперхромия нейроцитов коры головного мозга на 7 сутки после отмены этанола на фоне введения Тиотриазолина. Окр. гематоксилином и эозином. Ув. 200 Примечание: 1 – мелкое кровоизлияние в нейропиль; 2 – гиперхромия нейроцитов. В перинейрональном окружении увеличивалось количество глиальных элементов (сателлитоз), выявлялся умеренно выраженный перицеллюлярный отек. Известно, что глиальные элементы принимают непосредственное участие в нейрон-капиллярных взаимоотношениях. Возрастание количества перинейрональной и периваскулярной глии в наших экспериментах может отражать активирующее воздействие Тиотриазолина на глию, что является, возможно, следствием истинного прироста числа глиальных элементов в результате их деления, миграции и перераспределени клеток глии в ткани мозга с перемещением их к телам функционирующих нейронов [36].
Исследование характера распределения вещества Ниссля в нейроцитах показало увеличение количества клеток с повышенным его содержанием на фоне значительно количества клеток с явлениями хроматолиза различной степени и локализации (центральный, тотальный), с исчезновением характерного глыбчатого распределения тигроида в цитоплазме клеток (рисунок 60.). Известно, что изменение количества рибонуклеопротеидов в теле нервной клетки носит характер вторичных реакций, направленных на восстановление структур нейрона, разрушаемых в ходе его специфической деятельности. Повышение в наших экспериментах продукции вещества Ниссля в перикарионах нервных клеток, являлось, надо полагать, результатом активации тиотреазолином синтеза РНК и белка и определяло развитие компенсаторных реакций биосинтетического аппарата функционирующих нервных клеток на деструкцию клеточных белков
При внесении в инкубационную среду Мексидола и не происходило изменения активности трипсиноподобных протеолитических ферментов (р=0,6274) и цистеиновых протеиназ (р=0,1085) в экстракте ткани головного мозга in vitro. Под воздействием указанных препаратов in vitro активность эндогенных ингибиторов трипсиноподобных (р=0,6509) и цистеиновых протеиназ (р=0,0677) в экстракте ткани головного мозга также не претерпевало изменений (таблица 11, 12).
