Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Закрытие остаточных полостей печени: проблемы и пути решения (обзор литературы)
1.1.Современное состояние вопроса о способах коррекции остаточных полостей печени 11
1.2. Пластические материалы, применяемые при закрытии остаточных полостей печени .18
1.3. Регенерация печени и способы оптимизации репаративных процессов 23
Глава 2. Материал и методы исследования 32
Глава 3. Результаты собственных исследований:
3.1. Создание остаточной полости в печени .37
3.2. Пломбировка остаточной полости печени гидроксоапатитколлагеновым композитом «ЛитАр» 51
3.3.Пломбировка остаточной полости «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина .60
3.4.Пломбировка остаточной полости «ЛитАр», инфицированной Kl.pneumoniaе .68
3.5. Пломбировка инфицированной ОПП композитом «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина .76
3.6. Пломбировка инфицированной ОПП композитом «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина и антибиотиком .79 Глава 4. Обсуждение полученных результатов .84
Выводы .94
Практические рекомендации 95 Литература 97
- Пластические материалы, применяемые при закрытии остаточных полостей печени
- Регенерация печени и способы оптимизации репаративных процессов
- Пломбировка остаточной полости печени гидроксоапатитколлагеновым композитом «ЛитАр»
- Пломбировка инфицированной ОПП композитом «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина
Пластические материалы, применяемые при закрытии остаточных полостей печени
Ликвидация остаточных полостей печени является одной из наиболее актуальных проблем современной реконструктивной хирургии (Петровский Б.В. с соавт., 1985; Рубахов В.И. с соавт., 1996; Гайбатов С.П., Гайбатов Р.С., 1999; Кузин Н.М., 1996; Хамидов А.И. с соавт., 2000; Tasev V., 1998; Goksoy E., Duren M., 2000). Часто образующиеся в результате хирургического лечения очаговых заболеваний печени остаточные полости таят в себе угрозу развития различных грозных осложнений: кровотечения, формирование гнойных и желчных свищей, нагноение и прорыв инфицированной полости в желчные пути, в брюшную полость, в поддиафрагмальное и подпеченочное пространства (Аскерханов Р.П., 1984; Помелов В.С. с соавт., 1995; Сударев А.М. с соавт., 2000; Насыров М.Я. с соавт., 2001, 2002; Kaul V. et al., 2000; Goksoy E., Duren M., 2000). Довольно часто остаточные полости являются хроническим очагом инфекции в организме (Альперович Б.И., 1999; Гайбатов С.П., Гайбатов Р.С., 1999; Багаудинов Г.М., 2001; Marvik R. Et al., 1993). Для ликвидации остаточных полостей печени, в том числе, после эхинококкэктомии предлагаются различные способы. Наиболее известным из них и часто применяемым является капитонаж полости путем сближения кисты рядом внутренних швов (по Дельбе) и инвагинация выступающей над печенью фиброзной капсулы в просвет полости кисты с последующей фиксацией ее узловыми кетгутовыми швами (способ Боброва-2) [Афендулов С.А. с соавт.,1996; Дадвани С.А. с соавт., 2000; Журавлев В.А. с соавт., 2004].
Нередко для тампонады остаточной полости печени используют лоскут прямой мышцы живота (Trinkl W. еt al., 1985), а также сальник на сосудистой ножке (Березкин Н.Ф., 1946; Аскерханов Р.П., 1976). Однако клинико-экспериментальные исследования показали, что сальник на сосудистой ножке, в последующем превращается в рубцовую соединительную ткань (Милонов О.Б., 1972; Мулдашев Э.Р. с соавт., 1991) или вовсе секвестрируется (Cirenei A., Bertoldi I., 2001).
В.Г.Гостищевым с соавт. (1995) был предложен способ коррекции остаточной полости печени после эхинококкэктомии путем рассечения фиброзной капсулы по всему периметру. После удаления хитиновой оболочки кисты и эхинококковой жидкости, исследователями проводилась обработка стенок фиброзной капсулы 80% водным раствором глицерина, 20-30 % раствором натрия хлорида, 76% спиртом или настойкой йода. Далее фиброзная капсула иссекалась по всему периметру, включая здоровую паренхиму печени размером до 1-3 мм. При этом края фиброзной оболочки вворачивались вовнутрь узловыми швами. Авторы считают, что данный способ снижает травматичность операции, предупреждает образование вторичных непаразитарных кист в послеоперационном периоде, а резецированная здоровая паренхима органа создает условия для стимуляции репаративной регенерации гистологических структур органа.
Известно, что как капитонаж, так и тампонаду остаточной полости печени можно выполнять только в тех случаях, когда полость кисты не сообщается с желчными протоками. В противном случае неизбежно скопление желчи и образование желчного свища или абсцесса (Рудаков В.Н., Полуэктов Л.В., 1995; Рахимов Б.М., Лескин А.С., 1996; Мустафин А.Х., 2000; Нечитайло М.Е. с соавт., 2001; Нартайлаков М.А. с соавт., 2008; Klinger P.J. et al., 1997). Поэтому продолжает уделяться большое внимание поиску эффективного ушивания внутрипеченочных желчных протоков, открывающихся в полость кисты (Ванцян Э.Н., 1990; Веронский Г.И. с соавт., 2000; Агаев Р.М., 2001; Абдуллаев А.Г с соавт., 2005).
Для выявления мелких желчных протоков, открывающихся в полость, М.Я.Насыров с соавт. (2001, 2002) применили интраоперационный способ их обнаружения с помощью метаванадата аммония. С помощью этого метода у 12 больных (из 28 обследованных) обнаружены невидимые глазом желчные свищи в фиброзной капсуле, которые были ликвидированы П-образными швами, что приводило к снижению частоты образования наружных желчных свищей в послеоперационном периоде. Сочетанная обработка остаточной полости хлоргексидином и низкоэнергетическим лазером во время операции приводит к двукратному снижению ее обсемененности патогенными микроорганизмами и снижению частоты нагноения полости. Следует подчеркнуть, что обработка остаточной полости методом капитонажа или вворачивающимися швами небезопасна в условиях воспаления и деструкции фиброзной оболочки или невозможна из-за ригидности стенок кисты (Медведев В.Е. с соавт., 1994; Бирюков Ю.В. , Стреляева А.В., 2000; Вишневский В.А. с соавт., 1990, 1992,2002, 2007).
Оперативное лечение эхинококковых кист, расположенных в поддиафрагмальном пространстве, является особенно сложной задачей. Нередко после оперативных вмешательств в этой области образуются непаразитарные кисты (Альперович Б.И., Митасов В.Я., 1990; Гаврилин А.В. с соавт., 2008). При поддиафрагмальной локализации кисты (7-8-й сегменты) после эхинококкэктомии так же выполняют капитонаж по Дельбе или закрытие остаточной полости по А.Т.Пулатову (1983). В тех случаях, когда остаточную полость невозможно герметично ушить и в случае прорыва кисты ряд авторов (Аскерханов Р.П. 1976; Мовчун А.А. с соавт., 1997; Алиев М.А.с соавт. 1999) прибегали к полузакрытому методу оментопластики, при котором рядом с ножкой сальника в остаточную полость печени вводилась полиэтиленовая дренажная трубка.
Однако, тампонаду остаточной полости печени, расположенную на верхней или верхнезадней поверхности печени, не всегда возможно осуществить у людей с дефицитом массы тела, из-за атрофичного сальника и в связи с анатомическими особенностями его строения, а также у пациентов, перенесших различные операции на органах брюшной полости (Абдуллаев А.Г., 1990; Белоконев В.И. с соавт., 2000; Журавлев В.А. с соавт., 1986, 2004; Mentes A., Yuzer Y., 1993; Taratuto A.L., Venturiello S. M., 1997). При выборе способа и объема оперативного вмешательства имеет значение локализация кисты и взаимоотношение ее с крупными сосудами и желчными протоками (Вишневский В.А., 1990; Альперович Б.И.,1999; Борисов А.Е. с соавт., 2002). В последние годы при оперативном лечении эхинококкоза печени стал преобладать радикальный подход к фиброзной капсуле паразитарной кисты (Вишневский В.А. с соавт., 2003). По мнению В.А.Вишневского с соавт. (2002) наиболее приемлемой, обеспечивающей надежную профилактику послеоперационного образования остаточной полости печени, и позволяющей радикально излечивать эхинококкоз печени с локализацией в поддиафрагмальных сегментах, а также при расположении кист вблизи крупных сосудов в воротах печени и в устье печеночных вен, является субтотальная перицистэктомия или фенестрация стенок кисты. Тотальная же перицистэктомия, по мнению этих авторов, при такой локализации противопоказана.
Регенерация печени и способы оптимизации репаративных процессов
Согласно поставленным задачам нашего исследования, были проведены разработка и обоснование техники моделирования остаточной полости в печени, и ее последующая ликвидация гидроксоапатитколлагеновым композитом «ЛитАр». В соответствующих условиях эксперимента у белых беспородных крыс самцов массой 280-320 г линии «Вистар» была создана модель остаточной полости в печени.
Формирование модели остаточной полости в печени осуществлялось следующим образом. Перед операцией силиконовый шарик промывался стерильным физиологическим раствором. С соблюдением правил асептики и антисептики под масочным эфирным наркозом у крыс выполнялась верхнесрединная лапаротомия. Правая доля печени выводилась в операционную рану. Тупым и острым путем в правой доле формировался туннель, в который погружали силиконовый шарик на стерильной нитке, которую затем завязывали для фиксации шарика в печени (рис.2). Место погружения укрывалось большим сальником. Печень с имплантированным в нее силиконовым объектом погружали в брюшную полость, а операционная рана послойно ушивалась наглухо.
Животные выводились из эксперимента путем эвтаназии передозировкой эфирного наркоза на 3,7,14 и 30 сут. Перед гистологическим исследованием силиконовый шарик изымался из печени. Участок, куда погружался шарик, экстирпировали для дальнейшего гистологического изучения через 3, 7, 14 и 30 сут. Создание остаточной полости было подтверждено визуально (рис. 3). Рис.2 Печень экспериментального животного.
Силиконовый шарик, погруженный в печень (А) на стадии 14 сут эксперимента. 1 серия. Рис. 3 Остаточная полость в печени (указана стрелкой) экспериментального животного после извлечения силиконового шарика на стадии 14 сут эксперимента. 1 серия. Через 3 сут после имплантации вокруг силиконового шарика наблюдалось небольшое количество геморрагического экссудата. В эти сроки эксперимента вокруг имплантированного объекта формируется соединительнотканная капсула. Через 7 сут эксперимента вокруг шарика пролонгируется формирование соединительнотканной капсулы, а внутри полости имеется небольшое количество светлого экссудата. К 14 суткам наблюдается сформированная полость, стенки которой представлены плотной белесоватой тканью.
На основании анализа гистологических препаратов было показано, что через 3 сут опыта по краю имплантированного объекта формируется выраженный демаркационно-некротический вал, включающий в себя макрофаги, лимфоциты и полиморфноядерные лейкоциты (нейтрофилы и эозинофилы). Данные клетки располагаются в отечном межклеточном веществе стромы печени (рис.4) вблизи резко расширенных гемокапилляров. Зона некротических изменений существенно нарастала к 7 сут и являлась пролонгированным «раздражителем», обеспечивающим развитие воспалительных реакций в тканях печени, вплоть до 14 сут эксперимента. Наши экспериментально-гистологические исследования долек печени, прилежащие к фиброзной капсуле, моделируемой ОПП, показали выраженное развитие цитолитических некрозов гепатоцитов по механизму чрезмерной гидропии к 7 сут эксперимента (рис 5). При этом, как правило, поражаются группы печеночных клеток центральных (перивенулярных) зон. Эти клетки в большинстве своем подвергаются разрушению, инфильтрируются мелкоочаговыми скоплениями лимфоцитов и макрофагов. При этом регистрируются очаги геморрагических некрозов периферических зон долек печени (рис.6), что отражает существенные нарушения сосудистой микроциркуляции органа в моделируемых условиях. Одновременно мы отметили появление гепатоцитов с яркой ацидофилией их цитоплазмы и пикнотически измененными ядрами (рис 7). Подобные клетки давали позитивное иммунопероксидазное окрашивание с моноклональными антителами р 53 и caspasa 3, что свидетельствовало об активации процессов апоптоза (табл 2).
Пломбировка остаточной полости печени гидроксоапатитколлагеновым композитом «ЛитАр»
При включении в комплекс лечебных мероприятий окситоцина при лечебной коррекции заранее инфицированной ОПП, создаются условия для адекватной пролиферации малодифференцированной ткани, формирование которой зарегистрировано, как в области имплантированного композита, так и в капсулярной зоне ОПП. Полость заполнялась скоплениями малодифференцированных фибробластов, миофибробластов, гемокапилляров, коллагеновыми и эластическими волокнами (рис.33). Установлено, что использование окситоцина в условиях инфицирования ОПП лимитирует развитие гнойно-некротических процессов, отграничивает зоны некроза от жизнеспособных тканей, стимулирует репаративные и органотипические потенции тканей печени, как в самой полости, так и в пограничных с ней зонах органа, приводит к замещению полости орагнотипическим регенератом.
К 30 сут ОПП заполняется визуально гистиотипической тканью печени, которая не отличается по цвету и консистенции от окружающей паренхимы (рис.34). Указанные клеточные элементы давали позитивную окраску на идентификацию экспрессии синтеза протеина Ki-67 при лимитировании экспрессии синтеза белка caspasa-3.
Подобные изменения мы наблюдали и в капсулярной зоне ОПП, которая претерпевала гистологическую трансформацию из грубоволокнистого состояния в хорошо васкуляризованную соединительную ткань. В этих случаях признаки гранулематозного воспаления, отмеченные нами в серии опытов, где для заполнения инфицированной полости применяли только «ЛитАр», отсутствовали.
Иммуноцитохимические исследования паренхиматозных структур печени показали, что применение окситоцина в условиях пломбировки композитом инфицированной полости приводит к существенным изменениям экспрессии про-и антиапоптотических протеинов и пролиферативного гена Ki-67 у гепатоцитов в пограничной зоне ОПП: к понижению экспрессии синтеза про - (р 53, caspasa-3) и повышению антиапоптотических (bcl-2) белков, а также протеина Ki -67, продукция которого инициирует фазу пролиферации в ходе репаративных гистогенезов органа (табл.4). Рис. 33 Фрагмент гепатоцита в ОПП. Электроннограмма.
Пломбировка инфицированной ОПП композитом «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина и антибиотика. Следует особо подчеркнуть то обстоятельство, что сочетанное использование окситоцина с антибиотиком существенно потенцирует позитивные антиапоптотический и пролифератогенный эффекты, реализуемые паренхиматозными элементами печени. Описанные нами явления имели тенденцию к сохранению соответствующих морфометрических показателей иммуноцитохимических маркеров и через 14 сут наблюдений (табл. 3). В данной серии эксперимента (в сравнении с 5 серией), где антибиотик не применялся, отмечено более выраженное снижение синтеза проапоптотических показателей (р 53 и caspasa-3) и повышение синтеза антиапоптотического белка (bcl-2) и протеина Ki-67. Таблица 4 Изменение экспрессии про-, антиапоптотических протеинов и Ki-67 у гепатоцитов в пограничной зоне ОПП. Стадия: 14 сут.
Электронномикроскипические исследования показали, что гепатоциты имели структурно - функциональную характеристику, свойственную нормальному цитологическому статусу (увеличивается размер митохондрий, становятся видны кристы в них [рис. 35], удлиняется протяженность канальцев гладкого ЭПР, увеличивается содержание гранул гликогена) [рис.36]. Отмечен резкий полиморфизм гепатоцитов и особенно их ядер, что говорит о процессе пролиферации и делении клеток.
Объяснить однозначно полученные результаты пока затруднительно, даже с позиций, установленных для окситоцина «антибиотикоподобных» эффектов (Курлаев П.П., 2001; Кочкина Н.Н., с соавт., 2008; Стадников А.А., Бухарин О.В., 2013). Но, на наш взгляд, можно высказать предположение о том, что окситоцин в наших экспериментально - гистологических условиях запускает определенные защитные вне- и внутриклеточные механизмы, которые приводят с одной стороны, к антимикробному эффекту, а с другой - стимулируют репаративные процессы в месте его приложения.
Таким образом, применение коллагенового композита «ЛитАр» в сочетании с окситоцином и антибиотиком при пломбировке ОПП оказывает максимально позитивное влияние на процессы репаративного гистогенеза в гистоструктурах печени и холангиолах ОПП, в том числе в условиях инфицирования полости, обеспечивая оптимальные условия для активной пролиферации малодифференцированной ткани, регенерационной гипертрофии гепатоцитов в зоне, прилегающей к ОПП, повышения их митотической активности и заполнения остаточной полости как соединительнотканными элементами, так и органотипическими структурами.
Пломбировка инфицированной ОПП композитом «ЛитАр», пропитанным раствором окситоцина
Нами было установлено, что гистоструктура долек печени, расположенных на отдалении от полости, в основном, сохраняет свою фенотипическую структурную организацию. Вместе с тем, среди гепатоцитов в участках, прилежащих к пломбированной ОПП отмечается резкий полиморфизм клеток и особенно их ядер (возрастание числа двуядерных элементов). С другой стороны, мы наблюдали морфологические признаки региональной реканализации желчевыводящих путей, в той части печени, где формировалась ОПП с заполнением ее «ЛитАром».
В серии опытов с добавлением к композиту «ЛитАр» окситоцина были отмечены существенные отличия в течение репаративного процесса. Прежде всего, мы отметили пролонгированное и раннее (к 3 сут) формирование малодифференцированной соединительной ткани в области имплантированного композита с признаками интенсивного васкулогенеза. Заполнившие ОПП малодифференцированные фибробласты и миофибробласты давали позитивную окраску на идентификацию экспрессии синтеза протеина Ki-67.
Капсулярная зона ОПП претерпевала гистологическую трансформацию из грубоволокнистого состояния в хорошо васкуляризованную рыхлую волокнистую соединительную ткань. Отсутствовали также признаки портального, перипортального и внутридолькового фиброза. Эти факты мы расценивали как позитивное влияние окситоцина на предотвращение воспалительного процесса в печени и развитие фиброза в тканях органа. В зоне, прилежащей к ОПП, выявлена гипертрофия большей части гепатоцитов, возрастание в 2,5-3 раза их митотической активности, повышения экспрессии синтеза протеина Ki-67. По краям остаточной полости и внутри ее формируется малодифференцированная соединительная ткань с сосудами микроциркуляторного русла. При этом здесь формируются эпителиальные тяжи, островки гепатоцитов (атипичные дольки печени), трубочки (типа новообразованных холангиол) и кистозные структуры.
Таким образом, сформированная ОПП заполняется элементами органотипического регенерата: печеночными балками, окруженными гемокапиллярами. Электронномикроскопические исследования показали, что гепатоциты имели структурно-функциональную характеристику, свойственную нормальному цитологическому статусу. Достоверно понижалась апоптотическая доминанта у гепатоцитов (в 1,5-2 раза уменьшалась экспрессия синтеза протеина р 53) с одновременным возрастанием у них экспрессии пролиферативного гена Ki-67.
Кариометрические исследования гепатоцитов и холангиоцитов показали достоверное увеличение размеров ядер клеток и их цитоплазмы по сравнению с аналогичными показателями, полученными в серии опытов, когда окситоцин не применялся. Эти данные могут быть оценены как проявление регенерационной гипертрофии, инициированной введением окситоцина. Особо ярко процессы регенерации наблюдались в перипортальных зонах. Здесь регистрировались островки пролиферации холангиоцитов. При применении окситоцина замедляется разрастание внутридольковых прослоек волокнистой соединительной ткани. Таким образом, при пломбировке ОПП «ЛитАром», пропитанным раствором окситоцина, создаются адекватные условия для заполнения ее тканевыми элементами органотипического регенерата (печеночные балки, окруженные гемокапиллярами), а капсулярная зона претерпевает гистологическую трансформацию из грубоволокнистого состояния в хорошо васкуляризованную соединительную ткань. В этой связи мы подчеркиваем то обстоятельство, гипоталамический нонапептид (окситоцин) может рассматриваться как важный гуморальный регуляторный фактор, обеспечивающий оптимизацию репаративных гистогенезов структур печени. Это согласуется с научной концепцией об адаптогенном значении эволюционно древних гипоталамических нонапептидов, реализуемых в тканях различного генеза (Стадников А.А.,2001; Стадников А.А.,Бухарин О.В.,2013).
В серии опытов с инфицированием ОПП мы получили морфологические сведения о том, что сформированная остаточная полость печени и окружающие ее структуры органа демонстрировали признаки развития гнойно некротического воспаления. Основными компонентами являлись нейтрофилы, макрофаги и плазмоциты с формированием очагов гранулематозного воспаления. Подобные гранулемы нами обнаружены и в портальных трактах, что сочеталось с выраженным диффузным воспалением долек печени. Описанные нами факты свидетельствуют о том, что в моделируемых условиях развивается морфологическая картина лобулярного и перипортального гепатита (Хрыщанович В.Я. с соавт., 2009; Petri A. Et al., 2002).
Вместе с тем мы особо подчеркиваем, что при моделировании ОПП, а также замещении ее «ЛитАром» в условиях инфицирования всегда нарастали явления апоптоза гепатоцитов на фоне понижения у них экспрессии синтеза протеина Ki-67, что коррелировало с описанными нами гистологическими данными о дистрофических и некробиотических изменениях печеночных клеток и холангиоцитов.
В то же время, у животных этой серии ни в одном случае не наблюдалось отторжение имплантированного в инфицированную полость композитного материала. Визуально участок печени, в который погружался «ЛитАр», имел обычный цвет во все сроки наблюдения, мягкоэластическую плотность. На разрезе имел однородную структуру, темно-вишневый цвет, был хорошо васкуляризирован, без гнойных очагов.
При пломбировке инфицированной полости композитным материалом, пропитанным окситоцином, создаются лучшие условия для адекватной пролиферации малодифференцированной ткани, формирование которой зарегистрировано, как в области имплантированного композита, так и в капсулярной зоне ОПП.
